Lehrbuch Lyme-Borreliose


4

Infektiologische Differenzialdiagnose (sog. Coinfektionen der LB)


Zusammenfassung

 

Bei der Lyme-Borreliose (LB) können gleichzeitig andere Infektionen vorliegen, deren pathologischer Synergismus den Krankheitszustand verschlimmert oder die ähnliche Krankheitsmanifestationen hervorrufen. Solche begleitenden Infektionen werden als Coinfektionen bezeichnet. Die Coinfektionen können wie die LB durch Zecken übertragen werden, d.h. es kann bei Zeckenstich zu Mehrfachinfektionen kommen. Ein Teil der Coinfektionen wird unabhängig von Zecken übertragen oder es bestehen neben der Zeckenübertragung auch andere Infektionswege. Die klinisch wesentlichen Coinfektionen werden durch Bartonellen, Yersinia enterocolitica, Chlamydophila pneumoniae, Chlamydia trachomatis und Mycoplasma pneumoniae hervorgerufen. Die humane granulozytäre Anaplasmose (HGA, frühere Bezeichnung: humane granulozytäre Ehrlichiose (HGE)) und die Babesiose haben in Europa im Gegensatz zu den USA keine wesentliche Bedeutung. Die „Coinfektionen“ können selbstverständlich auch ohne Verbindung mit der LB auftreten und führen in Eigenständigkeit zu einer mitunter ausgeprägten Krankheitssymptomatik, die erhebliche Überschneidungen mit dem Krankheitsbild der LB aufweist. Dies gilt insbesondere für Infektionen mit Bartonella henselae, Yersinia enterocolitica und Mykoplasma pneumoniae. Chlamydia trachomatis führt im Wesentlichen zu Arthritiden, Chlamydophila pneumoniae überdies zu Krankheitsmanifestationen des Nervensystems und des Herzens. Dadurch wird die Differentialdiagnose sehr schwierig, mitunter unmöglich. Noch problematischer ist die diagnostische Situation, wenn die Coinfektionen in Verbindung mit LB auftreten, wenn also Doppel- oder Mehrfachinfektionen bestehen. – Die Coinfektionen wurden in den 1990er Jahren, also etwa zehn Jahre nach Entdeckung der LB, in ihrer Krankheitsbedeutung erkannt. Studien zur Behandlung der Coinfektionen liegen nicht vor; Therapieempfehlungen stützen sich auf vereinzelte Expertenmeinungen. Bei der antibiotischen Behandlung kommt der Einsatz von Cephalosporinen der dritten Generation nur bei der Lyme-Borreliose in Betracht. Das Gleiche gilt für die Carbapeneme, die allerdings nach Testung auch gelegentlich bei Infektionen durch Yersinia enterocolitica verwendet werden. Bei den übrigen Infektionen kommen im Wesentlichen Tetracycline und Makrolide zum Einsatz, Chinolone sind eine Alternative, insbesondere das Gemifloxacin. Bei Bartonella henselae, Chlamydia trachomatis und Chlamydophila pneumoniae wird die Kombination mit Rifampicin empfohlen. Bei Campylobacter jejuni ist Erythromycin das Mittel der Wahl. Die Symptomatik und antibiotische Behandlung der Infektionskrankheiten sind am Ende des Textes in tabellarischen Übersichten dargestellt.

Bei der Lyme-Borreliose (LB) können gleichzeitig andere Infektionen vorliegen, deren pathologischer Synergismus den Krankheitszustand verschlimmert oder die ähnliche Krankheitsmanifestationen hervorrufen. Solche begleitenden Infektionen werden als Coinfektionen bezeichnet. Die Coinfektionen können wie die LB durch Zecken übertragen werden, d.h. es kann bei Zeckenstich zu Mehrfachinfektionen kommen. Ein Teil der Coinfektionen wird unabhängig von Zecken übertragen oder es bestehen neben der Zeckenübertragung auch andere Infektionswege.

Die durch Zecken übertragenen Coinfektionen sind in Tabelle 4.1, die zeckenunabhängigen Coinfektionen in Tabelle 4.2 zusammengestellt.

In Europa wurden in Zecken neben Borrelien auch Human Granulocytic Anaplasmosis (Ehrlichien), Rickettsien, Coxiella burnetii, Babesia microti und Babesia divergens nachgewiesen [351-354].

Die Coinfektionen begünstigen durch Modulation des Immunsystems die Ausprägung von Krankheitszuständen und werden als wesentlicher Grund für Therapieresistenzen angesehen [176-192].

Ungeklärt ist die Bedeutung der Coinfektionen für das Krankheitsgeschehen, also deren Pathogenität im Vergleich zur Lyme-Borreliose. Bei Zweifach- oder Mehrfachinfektionen kann somit im Einzelfall nicht entschieden werden, welche Infektion bei der Krankheitsverursachung dominiert.

Bei der Symptomatik ergeben sich zwischen Lyme-Borreliose und Coinfektionen erhebliche Überschneidungen, so dass oft eine eindeutige Zuordnung der Krankheitsmanifestationen zu den vorliegenden Infektionen unmöglich wird.
Zahlreiche Symptome können also sowohl durch eine Lyme-Borreliose als auch durch sogenannte Coinfektionen bedingt sein.
Die Problematik Lyme-Borreliose und Coinfektionen bezieht sich grundsätzlich auf den chronischen Verlauf. Die Coinfektionen haben also nur Bedeutung für die chronische Lyme-Borreliose (Spätstadium, Stadium III). Andererseits erfordert der synergistisch-pathologische Mechanismus, dass auch die Coinfektionen in chronisch persistierender Form vorliegen.
Anamnestisch ist zu beachten, ob Coinfektionen in ihrer akuten Form der Frühphase aufgetreten sind, da dies zur Erkennung der Coinfektion in der chronischen Phase beiträgt.

 

Labordiagnostisch stehen, wie bei der Lyme-Borreliose, auch bei den Coinfektionen meistens nur Methoden zum indirekten Erregernachweis (Serologie, LTT) zur Verfügung. Mit serologischen Untersuchungen kann die stattgehabte Infektion belegt werden, jedoch ist ein positiver serologischer Befund kein Beweis, dass die Infektion aktuell zur Krankheit führte; grundsätzlich kann aufgrund eines serologischen Befundes die Infektionskrankheit weder bewiesen noch ausgeschlossen werden. Nur wenn bei vorausgehender Seronegativität oder negativem LTT in zeitlicher Parallelität zur Krankheitsentwicklung pathologische Laborbefunde auftreten oder Krankheits-korrelierend eine Verschlechterung des Befundes feststellbar ist, sind bis zu einem gewissen Grade Rückschlüsse auf die Krankheitsentwicklung und -situation berechtigt.

Tab. 4.1
Tab. 4.2
Tab. 4.3

Die wesentlichen Coinfektionen der Lyme-Borreliose beruhen auf Bartonellen (im Wesentlichen auf B. henselae), Chlamydia trachomatis, Chlamydophila pneumoniae, Yersinia enterocolitica und Mycoplasma pneumoniae. Entsprechend sind diese Infektionskrankheiten in Tabelle 4.1 und 4.2 hervorgehoben.

Die Häufigkeit von Seropositivität und positivem LTT (Lymphozytentransformationstest) wurde an eigener Klientel (n=108) untersucht. Die Ergebnisse sind in Tabelle 4.3 dargestellt. Die Untersuchungen erfolgten im Institut für Medizinische Diagnostik (IMD), Berlin. Bezüglich der Einzelheiten darf auf die entsprechende Literaturstelle verwiesen werden [339]. Ein LTT für Bartonella steht nicht zur Verfügung, LTT Mycoplasma pneumoniae wurde nicht durchgeführt. Auffällig und ungeklärt ist die große Häufigkeit LTT Chlamydia trachomatis.

CD57-NK-Zellen sind entsprechend Untersuchungen der eigenen Klientel bei der chronischen Lyme-Borreliose oft erniedrigt, selten jedoch bei den Coinfektionen. Grundsätzlich gilt jedoch, dass CD57-NK-Zellen bei allen chronischen Infektionskrankheiten erniedrigt sein können, das Phänomen wird bei der chronischen LB jedoch relativ häufig gesehen.

Die wesentlichen Coinfektionen sind in einer Übersicht (Tabelle 4.4) zusammengefasst. Entsprechend der tabellarischen Reihenfolge werden diese wesentlichen Infektionskrankheiten dargestellt, danach folgen die weniger wesentlichen Coinfektionen (Kap. „Nachrangige Coinfektionen der Lyme-Borreliose) und zur inhaltlichen Abrundung das Kapitel über die sogenannte reaktive Arthritis.

 

HGA (human granulocytic anaplasmosis, syn. humane granulozytäre Ehrlichiose (HGE)) und Babesiose haben im Gegensatz zu den USA in Europa als Coinfektionen kaum Bedeutung.

 

Tab. 4.4

Bartonellose

 

Zahlreiche Zusammenhänge beim Infektionsweg der Bartonellose sind noch ungeklärt. Die in der Literatur beschriebenen wesentlichen Infektionsdaten sind in Tabelle 4.5 zusammengefasst.

Hauptmanifestationen: Infizierte Hautläsion, Lymphknotenschwellung, Multiorganerkrankung (u.a. Leber, Milz, Nervensystem, Auge) [66-67], vgl. Tab. 4.6.
Bis 1993 war nur B. bacilliformis bekannt. Erst 1993 wurden die verschiedenen Bartonella-Subspezies beschrieben [69] und in ihrer Krankheitsbedeutung erkannt.

Die Bartonellose dürfte als Coinfektion der Lyme-Borreliose erhebliche Bedeutung haben. Unter gesundheitspolitischem Aspekt hat die Lyme-Borreliose wegen ihrer Häufigkeit größeres Gewicht. Allerdings sei in diesem Zusammenhang angemerkt, dass die Bartonellose bei Weitem nicht so intensiv wissenschaftlich untersucht wurde wie die Lyme-Borreliose. Zudem ergibt sich aus eigenen Beobachtungen, dass bei Patienten mit chronischer Lyme-Borreliose die Serologie auf Bartonella häufig positiv ist.
Mit zu erwartender zunehmender Entwicklung von Labortests wird die zur Zeit unterschätzte Prävalenz der Bartonellose in Zukunft korrekter erfasst und die Bedeutung der Erkrankung auch aufgrund ihrer Häufigkeit determiniert werden.

Die Bartonellose (infolge B. henselae und B. bacilliformis) kann mit einer außerordentlichen Vielfalt an Symptomen einhergehen.

Diesbezüglich sei auf die Tabelle 4.8 verwiesen.

Der Vollständigkeit halber sei erwähnt, dass auch Facialisparese und Glomerulonephritis im Zusammenhang mit der Bartonellose erwähnt werden [328].

Die bakteriell-entzündliche Hautinfektion (Kratz- oder Bissstelle) ist keinesfalls obligat, d.h. die Bartonellose kann auch auftreten ohne die typische Katzenkrallenkrankheit, die durch die infizierte Hautläsion und Lymphknotenschwellung gekennzeichnet ist.

Die Krankheitsgestalt der Bartonellose lässt sich besser erkennen, wenn aus der Vielzahl der Symptome (Tab. 4.8) die wichtigsten Symptome, also die Hauptmanifestationen, betrachtet werden (vgl. Tab. 4.6).

Bei den Krankheitsmanifestationen der Bartonellose ergeben sich also erhebliche Überschneidungen mit der Lyme-Borreliose. Diese Tatsache findet auch in der aktuellen Literatur Niederschlag [86].

Die Labordiagnostik bei der Bartonellose ist in Tabelle 4.7 wiedergegeben.

Tab. 4.5
Tab. 4.6

Tab. 4.8

Im Blutausstrich zeigen die Erythrozyten bei Befall mit Bartonella zunächst Erreger an der Außenwand, im weiteren Verlauf sind die Erreger zunehmend intrazellulär lokalisiert. Dabei geht das helle Zentrum der Erythrozyten verloren (Abb. 4.1).

Aussagen zur Wertigkeit der Serologie liegen in der Literatur nicht vor, insbesondere ist die Frage ungeklärt, ob Seronegativität die Krankheit ausschließt. Andererseits ist, wie bei vielen anderen Infektionskrankheiten, ein positiver serologischer Befund lediglich beweisend für die stattgehabte Infektion, nicht jedoch für die Erkrankung.

Der kulturelle Nachweis von Bartonella ist höchst problematisch, die Sensitivität sehr gering, so dass diese Untersuchungsmethode nicht zur Routinediagnostik gehört.

Abb. 4.1

Erregernachweis mittels PCR in Biopsien erscheint vielversprechend [87, 232], allerdings muss die Untersuchung mittels PCR zeitnah zur Biopsie erfolgen [88].


Der chronische Verlauf der Bartonellose ist in mehreren Studien zum Teil an großen Kollektiven beschrieben [90-94].

Insbesondere neurologische Manifestationen sind detailliert beschreiben (355/356). Die lange Krankheitsdauer, die sich oft über viele Jahre erstreckt, und die große Ähnlichkeit in den Krankheitsmanifestationen machen eine Abgrenzung gegenüber der chronischen Lyme-Borreliose oft sehr schwierig. Die Bartonellose hat daher bei der infektiologischen Differentialdiagnose der Lyme-Borreliose eine herausragende Bedeutung.
In diesem Zusammenhang ist zu beachten, dass B. henselae in Zecken nachgewiesen und die Übertragung mittels Erregernachweis im Liquor belegt wurde [95]. Zudem ist die Prävalenz von B. henselae in Zecken offensichtlich hoch; wissenschaftliche Studien erbrachten eine Prävalenz von 40% [96].

Nach eigenen Erhebungen wurde bei Patienten mit chronischer Lyme-Borreliose in 78% der Fälle Seropositivität für Bartonella henselae nachgewiesen.

Eine besondere Eigenschaft der Bartonellen ist die Induktion gefäßreicher Tumore oder Granulome, die im Bereich der Haut (bazilläre Angiomatose), in der Leber (Peliosis hepatis) oder in der Milz (Peliosis splenitis) auftreten [97-99]. Dabei zeigen diese angiomatösen Tumore oder Granulome eine pathologische Sprossung von Kapillaren sowie vergrößerte und hyperproliferative vaskuläre Endothelzellen [100]. Die Bartonellose geht also offensichtlich mit einer Stimulierung der Blutgefäßbildung einher. Dem entspricht die Beobachtung, dass die Bartonellose neben der Angiomatose auch zu verschiedenen anderen Hautmanifestationen führt, bei denen eine vermehrte Gefäßbildung zu beobachten ist [101]. Auch könnte die Bestimmung von VEGF (vascular endothelial growth factor) im Blut von diagnostischer Bedeutung sein [101].

Bei allen pathogenetisch relevanten Bartonellen (B. quintana, B. henselae, B. bacilliformis) wurde die Wirkung auf die endothelialen Zellen und die Induktion der Angiogenese nachgewiesen. Dabei wurde die vaskuläre Proliferation im Wesentlichen auf drei Faktoren zurückgeführt [102-108]:

  • Erhöhte endotheliale Zellproliferation
  • Hemmung der Apoptose endothelialer Zellen
  • Vermehrte Sekretion vasculoproliferativer Zytokine

All diese Studien stützen die Ansicht, dass VEGF (vascular endothelial growth factor) bei der Bartonella-induzierten Endothelzellproliferation eine wesentliche Rolle spielt [108].

Eine weitere wesentliche Eigenschaft von Bartonella ist der suppressive Einfluss auf das Immunsystem des Wirtsorganismus und angeblich auch auf die immunologische Antwort (Entzündung) [101]. Patienten der eigenen Klientel, bei denen aufgrund der Gesamtheit der Krankheitsdaten eine Bartonellose wahrscheinlich war, zeigten extrem niedrige Werte für die TH1- und TH2-assoziierten Zytokine. Auch bestand der Eindruck, dass Bartonella bei schweren und therapeutisch kaum zu beeinflussenden neurologischen Krankheitsbildern Bedeutung hat. In diesem Zusammenhang drängt sich die Hypothese auf, dass Bartonella über zwei pathogenetische Wege den Krankheitsprozess auslöst und unterhält:

  • Direkte Krankheitsauslösung durch den Erreger (Bartonella) selbst
  • Suppression des Immunsystems des Wirtsorganismus und hierdurch begünstigte Persistenz auch anderer gleichzeitig vorliegender chronischen Infektionen, z.B. Lyme-Borreliose

Aus einer solchen Hypothese ergäbe sich die Schlussfolgerung, dass bei sehr ausgeprägten und schwer zu beeinflussenden neurologischen Krankheitsbildern die pathogenetische Bedeutung von Bartonella besondere Beachtung erfordert; die Bestimmung der Zytokine zur Erfassung der TH1- und TH2-Aktivität könnte in solchen Situationen hilfreich sein.

 

Bartonellen halten sich in Erythrozyten auf und führen zu Deformierungen der Erythrozytenmembran [110-111].

Die Darstellung der Bartonellen in Erythrozyten wird bereits diagnostisch genutzt, insbesondere auch im Hinblick auf das Ausmaß der Infektion [101]. Eindeutige Literatur über den Erythrozytenbefall bei der chronischen Bartonellose liegt allerdings nicht vor. Eine neuere Methode zum Erregernachweis mittels Clia im Blutausstrich kann in ihrer diagnostischen Wertigkeit noch nicht beurteilt werden.

Bei Bartonella quintana wurde nachgewiesen, dass der Erreger nach Eindringen in die Endothelzellen intrazelluläre Blebs formt, also ein ähnlicher Vorgang wie bei der Lyme-Borreliose. Auch Borrelia burgdorferi hat eine hohe Affinität zu Endothelzellen, und die Entwicklung von Blebs insbesondere bei chronischen Erkrankungen ist beschrieben. Im Zusammenhang mit der Lyme-Borreliose werden der intrazelluläre Aufenthalt der Erreger und die Bildung biologisch wenig aktiver eukaryoter Formen (Zystenformen, Blebs) als Ursache für das Versagen einer antibiotischen Behandlung diskutiert, also auch diesbezüglich zeigen sich Parallelen zwischen Lyme-Borreliose und Bartonellose [vgl. 112-117].

Der Vollständigkeit halber sei kurz auf zwei weitere Formen der Bartonellose eingegangen, nämlich das Oroya Fieber bzw. die Verruga peruana und auf das trench fever.

Bei dem Oroya Fieber und der Verruga peruana handelt es sich um eine Infektion durch Bartonella bacilliformis, die von Sandfliegen übertragen wird. Die Krankheit tritt in den Anden auf. Die akute Form betrifft (gegenüber B. bacilliformis) immunologisch naive Touristen. Ohne Behandlung beträgt die Mortalität 40%. Bisher ist unbekannt, welcher Faktor in diesem Zusammenhang zu dem schwerwiegenden Krankheitsverlauf führt.


Das Oroya Fieber und dessen Erkennung als Infektionskrankheit geht auf Carrion zurück, der die infektiös bedingte Krankheit im tödlichen Eigenversuch Ende des 19. Jahrhunderts nachwies.

Das trench fever (Schützengrabenfieber) wurde zu Beginn des 20. Jahrhunderts entdeckt. Die Übertragung erfolgt durch Läuse [127-129]. 2002 wurde der Erreger erstmalig in Erythrozyten nachgewiesen und damit der Übertragungsweg durch Läuse plausibel [130].

Für die Behandlung der Bartonellose liegen keine ausreichenden wissenschaftlichen Studien vor. Es gibt keine einzige Behandlungsmethode, die von der FDA, der CDC oder der IDSA genehmigt ist [101]. Dies gilt insbesondere für die chronischen Verläufe [123].

Die antibiotische Behandlung ist in Tabelle 4.9 wiedergegeben. Empfohlen werden Azithormycin [118, 199], Rifampicin, Ciprofloxacin, Trimethoprim-Sulfamethoxazol, Gentamycin [120, 122], Gentamycin i.v. [121], Doxycyclin + Gentamycin [124, 125].

Die Behandlung stützt sich zum Teil auf Expertenempfehlungen [126]. Sonstige Literaturquellen werden in Tab. 4.9 benannt.

Die Diskrepanz zwischen den in-vitro-Befunden und den in-vivo-Resultaten ist in verschiedenen Publikationen dargestellt [324, 329, 331, 333, 336].

Da sich Bartonella henselae in vivo im Wesentlichen intrazellulär aufhält, kommen nur intrazellulär wirksame Antibiotika zum Einsatz, die in Tabelle 4.9 aufgelistet sind.

Bei der chronischen Bartonellose sind Therapieversagen und Rezidive keine Seltenheit, es wird daher eine antibiotische Langzeitbehandlung empfohlen [322, 323, 324, 333, 336].

Aminoglykoside (insbesondere Gentamycin) werden in ihrer Wirksamkeit sehr kontrovers beurteilt. Publikationen mit positiver Beurteilung [324, 328, 330, 336, 337] stehen anderen Mitteilungen entgegen, die Aminoglykoside als unwirksam oder unzureichend wirksam einschätzen [325, 326, 329].

Tab. 4.9

Chlamydia pneumoniae


Bei der Differentialdiagnose der Lyme-Borreliose hat Chlamydophila pneumoniae aufgrund folgender Krankheitsmanifestationen Bedeutung:

  • Erkrankungen des Nervensystems
  • Reaktive Arthritis
  • Myocarditis

Mikrobiologisch haben Chlamydien besondere Eigenschaften: Die Größe des Erregers ist im Vergleich zu anderen Bakterienarten sehr gering, die Vermehrung erfolgt nur innerhalb der Wirtszelle, der Erreger ist auf das ATP der Wirtszelle angewiesen, da er zur eigenen Produktion nicht befähigt ist.

Der Erreger weist zwei Erscheinungsformen auf:

  • Elementarkörperchen
  • Initialkörperchen

Die Elementarkörperchen können extrazellulär existieren und stellen die infektiöse Form dar. Eine Vermehrung der Elementarkörperchen ist nur in den Wirtszellen möglich. Nach Eindringen werden die Elementarkörperchen von der Wirtszelle phagozytiert, intrazellulär wandelt sich das Elementarkörperchen in Initialkörperchen um und kann sich als solches wieder teilen. Die Elementarkörperchen sind also infektiös, die Initialkörperchen reproduktiv. Einige Initialkörperchen wandeln sich wieder in Elementarkörperchen zurück, die nach Lyse der Wirtszelle freigesetzt werden. Die so entstandenen Elementarkörperchen befallen dann wiederum Wirtszellen. Daraus resultiert, dass eine effektive Antibiose voraussetzt, dass das Antibiotikum intrazellulär und extrazellulär wirksam ist. Dies trifft für Tetracycline und Makrolide zu.

Die Infektionsdaten von Chlamydophila pneumoniae sind in Tabelle 4.10 zusammengefasst.
Die primäre Krankheitsmanifestation von Chlamydophila pneumoniae ist die Pneumonie. Die Inzidenz beträgt 1% und betrifft vorwiegend Menschen jenseits des 65. Lebensjahres [132, 133]. Oft ist die Pneumonie von Infektionen im Bereich der oberen Luftwege begleitet (Pharyngitis, Laryngitis, Sinusitis). Geringe Krankheitsausprägung zu Beginn, extrapulmonale Manifestationen (siehe Tab. 11) und eine normale Leukozytenzahl sprechen für eine atypische Pneumonie und somit auch für eine Pneumonie durch Chlamydophila pneumoniae.

Neben der Pneumonie führt Chlamydophila pneumoniae zu extrapulmonalen Manifestationen [134] (vgl. Tabelle 4.11), die im Hinblick auf die Lyme-Borreliose bzw. Lyme-Neuroborreliose differentialdiagnostisch von Bedeutung sind.
Der chronische Verlauf bei Chlamydophila pneumoniae-Infektion ist durch Studien belegt [234-240]. Auch bei der Alzheimer-Krankheit wurde eine Beziehung zu CP beschrieben [241], ein Befund, der auch im Hinblick auf die chronische LNB von Bedeutung ist, bei der gleiche Zusammenhänge nachgewiesen sind [295-298].

Tab. 4.10
Tab. 4.11

Die extrapulmonalen Manifestationen erstrecken sich oft über einen längeren Zeitraum, d.h. über Monate und Jahre. Dies gilt für die sogenannte reaktive Arthritis, deren Abgrenzung gegenüber Arthritiden bei der Lyme-Borreliose mitunter schwierig ist. Zu beachten ist auch das Guillain-Barré-Syndrom, das sich über Monate erstrecken kann und in gleicher Weise bei der Lyme-Borreliose auftritt. Ähnlich ist auch der Zusammenhang mit einer Myocarditis, während die Meningoencephalitis in der Akutphase, also praktisch gleichzeitig mit der Pneumonie, vorkommt.

Tab. 4.12

Die Labordiagnostik bei Chlamydophila pneumoniae umfasst die Serologie, den Lymphozytentransformationstest (LTT) und den Erregernachweis mittels PCR (Tab. 4.12).


Die Serologie ist in ihrer Aussagekraft sehr begrenzt. Es besteht eine erhebliche Diskrepanz zwischen serologischem Befund einerseits und Kultur bzw. Erregernachweis mittels PCR andererseits [135, 136].

Eine einmalige Testung auf IgG hat nur eine sehr geringe Sensitivität [137], dagegen ist bei deutlichem Anstieg des IgG zwischen Akutphase und weiterem Krankheitsverlauf die Sensitivität recht gut.


Die diagnostische Wertigkeit LTT Chlamydophila pneumoniae ist durch Literatur bisher nicht validiert.

Der chronische Krankheitsverlauf stellt offensichtlich eine chronisch persistierende Infektion dar. Mittels PCR konnte sowohl in der Synovia als auch im Liquor Chlamydophila pneumoniae nachgewiesen werden [234, 235, 236, 239, 240].

Die antibiotische Behandlung von Chlamydophila pneumoniae ist in Tabelle 13 wiedergegeben. Mittel der Wahl ist Doxycyclin, gut wirksam sind auch Makrolide, insbesondere Azithromycin, Chinolone haben eine geringe Wirkung [138]. Allerdings hat sich Gemifloxacin als sehr wirksam erwiesen [242].

Eine synchron kombinierte antibiotische Behandlung, z.B. Azithromycin + Rifampicin oder Doxycyclin + Rifampicin sowie Kombination mit Ofloxacin wirken günstiger als eine antibiotische Monotherapie [234, 376, 377].

 

Die antibiotische Behandlung von Chlamydophila pneumoniae ist in Tabelle 13 wiedergegeben. Mittel der Wahl ist Doxycyclin, gut wirksam sind auch Makrolide, insbesondere Azithromycin, Chinolone haben eine geringe Wirkung [138]. Allerdings hat sich Gemifloxacin als sehr wirksam erwiesen [242].

Eine synchron kombinierte antibiotische Behandlung, z.B. Azithromycin + Rifampicin oder Doxycyclin + Rifampicin sowie Kombination mit Ofloxacin wirken günstiger als eine antibiotische Monotherapie [234, 376, 377].

Tab. 4.13

Chlamydia trachomatis

Die mikrobiologische Besonderheit von Chlamydien wurde im Kapitel „Chlamydia pneumoniae“ dargestellt. Im Hinblick auf die antibiotische Behandlung ist entscheidend, dass Chlamydien in infektiöser Form sowohl intra- als auch extrazellulär vorliegen.

Chlamydia trachomatis wird sexuell übertragen und führt zu einer urogenitalen Infektion. Der differentialdiagnostische Bezug zur Lyme-Borreliose ergibt sich im Wesentlichen aufgrund von Arthritiden, die bei beiden Erkrankungen durch eine chronisch persistierende Infektion hervorgerufen wird. Bei Chlamydia trachomatis wird die Gelenkentzündung der sogenannten reaktiven Arthritis zugeordnet, obwohl in Studien der Erregernachweis in der Synovia erbracht wurde [243, 244].

Die Arthritis tritt bei 1% einer Chlamydia trachomatis-induzierten Urethritis auf. Bei 0,3% besteht die Reiter’sche Trias (Arthritis, Uveitis, Urethritis).

 

Labordiagnostisch (vgl. Tab. 4.14) lässt sich die Krankheit bei bestehender urogenitaler Infektion leicht nachweisen. Zur Verfügung stehen NAATs (nucleic acid amplification techniques) im urethralen Abstrich oder im Urin; selbst bei asymptomatischen Patienten ist diese Untersuchung zuverlässig [140-142]. Auch PCR hat eine hohe Sensitivität und Spezifität [143].

Die diagnostische Wertigkeit der Serologie und des LTT ist nicht validiert. Ungeklärt ist ferner, ob eine chronische Infektion mit Chlamydia trachomatis (wie die LB) mit Seronegativität einhergehen kann. Seropositivität kann zwar die stattgehabte Infektion beweisen, lässt jedoch aus grundsätzlichen Erwägungen keine Aussage im Hinblick auf eine Erkrankung infolge persistierender Infektion mit Chlamydia trachomatis zu. Theoretisch spricht ein persistierender oder reproduzierbarer pathologischer Lymphozytentransformationstest für eine anhaltende Infektion; wissenschaftliche Daten für die diagnostische Wertigkeit liegen jedoch bisher nicht vor.


Die wesentlichen Daten zu Infektionsweg, Symptomatik und Behandlung sind in Tabelle 4.15 zusammengefasst.

Tab. 4.14
Tab. 4.15

Yersinia enterocolitica-Infektion (Yersiniose)

Bei der Differentialdiagnose der Lyme-Borreliose und im Hinblick auf Coinfektion beruht die Bedeutung der Yersiniose im Wesentlichen auf der Krankheitsmanifestation einer sogenannten reaktiven Arthritis. Wie bei den Chlamydien-Infektionen und wahrscheinlich auch bei der Bartonellose handelt es sich bei der Arthritis jedoch mit hoher Wahrscheinlichkeit um die Folge einer chronisch persistierenden Infektion [163, 164]. Da die sogenannte reaktive Arthritis bei Yersiniose gelegentlich auch im Rahmen der Reiter’schen Trias, also in Verbindung mit Urethritis und Uveitis auftritt, sind Autoimmunvorgänge bei der Pathophysiologie zu diskutieren. Für einen solchen Zusammenhang spricht auch die bei Yersiniose häufig auftretende Thyreoiditis, die wie bei der LB höchstwahrscheinlich Ausdruck eines Autoimmungeschehens ist.

Für die Erkennung der chronischen Yersiniose leistet die anamnestische Recherche nach der Frühphase der Yersiniose einen wesentlichen Beitrag. Die Frühphase der Yersiniose ist im Wesentlichen durch zwei Krankheitsmanifestationen geprägt:

  • Allmählich beginnende Gastroenteritis
  • Pharyngitis

Infektionsdaten und Symptomatik der Yersiniose sind in Tabelle 4.16 zusammengestellt.

Tab. 4.16

Bereits Anfang des 20. Jahrhunderts wurde Yersinia enterocolitica als pathogen erkannt. Die eigentliche Bedeutung des Erregers, insbesondere unter epidemiologischem Aspekt, wurde jedoch erst 1995 beschrieben [146].

Die akute Erkrankung infolge Y. enterocolitica ist meldepflichtig (nach deutschem Recht). Der Erreger dringt in die Darmwand und die mesenterialen Lymphknoten ein. Oberflächenproteine und Plasmid-gebundene Virulenzfaktoren unterdrücken das
Immunsystem des Wirtsorganismus [147-150].

Primär führt die Krankheit zur Gastroenteritis, Pseudoappendizitis und mesenteriale Lymphadenitits.


Entgegen anderen bakteriellen Gastroenteritiden entwickelt sich die Yersinia enterocolitica-Gastroenteritis allmählich und wird oft erst nach einer Woche belastend bzw. erkennbar [151-153]. Nicht selten ist die Infektion mit einer Pharyngitis assoziiert, da sich die Erreger im lymphatischen Gewebe der Tonsillen und der Rachenwand aufhalten, wo sie auch durch Abstrich nachweisbar sind. Das gleichzeitige Auftreten einer Gastroenteritis mit Pharyngitis ist für eine Yersiniose typisch [154].

Die mittlere Krankheitsdauer beträgt etwa zwei bis drei Wochen, jedoch sind deutlich längere Krankheitsverläufe beschrieben. Die akute Erkrankung kann mit zahlreichen gastrointestinalen Komplikationen einhergehen, im Wesentlichen infolge einer schweren bakteriellen Entzündung der Darmwand [155-157]. Auch kann die Krankheit zahlreiche nicht gastrointestinale Organe befallen [155, 156, 158-161].

Die Patienten bleiben oft über Monate Ausscheider, selbst wenn die Gastroenteritis längst abgeklungen ist [152].
Die Yersiniose kann zur sogenannten reaktiven Arthritis führen und ist somit eine wichtige Infektionskrankheit bei der Differentialdiagnose der Lyme-Borreliose. Da die Krankheit auch sporadisch auftreten kann [152] und nicht selten verkannt wird, kommt der anamnestischen Recherche nach Yersiniose-typischen Krankheitsmanifestationen und -daten, insbesondere der Frühphase, erhebliche Bedeutung zu.

Noch schwieriger wird die Unterscheidung zwischen LB und Yersiniose durch die Tatsache, dass beide Infektionen zu einer Multiorganerkrankung führen können. Bezüglich der einzelnen Krankheitsmanifestationen sei auf Tabelle 16 verwiesen.

Besondere Bedeutung für die Darstellung der chronischen Yersiniose als Multiorganerkrankung hat die Studie von Saebo und Lassen [246], die an einer retrospektiven Studie an 458 Patienten zahlreiche Krankheitsmanifestationen feststellten: Chronisch persistierende Arthralgien, ankylosierende Spondylitis, rheumatoide Arthritis, Iridozyklitis, chronische abdominelle Schmerzen, chronische Diarrhöen, Colitis ulcerosa, Erkrankungen des Nervensystems, Nephritis, Schilddrüsenerkrankungen, insulinbedürftiger Diabetes mellitus, chronische Hepatitis, (Multiorganerkrankung) und erhebliche Verkürzung der Gesamt-Lebenserwartung. Zahlreiche der einzelnen Zusammenhänge wurden in weiteren Publikationen von den Autoren dargestellt [252-256, 257].

Studien, die eine mögliche Beziehung zwischen Yersinien und entzündlichen Darmerkrankungen nahelegen [257], schließen den pathophysiologischen Kreis zwischen Yersinien, entzündlichen Darmerkrankungen und enteropathischen Arthritiden.

Dennoch sei darauf hingewiesen, dass die Beziehung zwischen Yersinien-Infektion und den genannten zahlreichen Krankheitsmanifestationen (abgesehen von Arthritis) wissenschaftlich unzureichend analysiert ist, möglicherweise aufgrund der Tatsache, dass die Yersiniose in ihrer Krankheitsbedeutung erst jüngst erkannt wurde.

Die sogenannte reaktive Arthritis betrifft im Wesentlichen die Hüft-, Knie- und oberen Sprunggelenke sowie die Sacroiliacalgelenke; gelegentlich bestehen zudem chronische Schmerzen im lumbosacralen Bereich [165]. Die Arthritis kann über Monate anhalten und in Schüben und beschwerdeärmeren Intervallen verlaufen. – Die sogenannte reaktive Arthritis bei Yersiniose kann für sich alleine, gelegentlich aber auch in Verbindung mit Konjunktivitis und Urethritis auftreten (vormals sogenanntes Reiter-Syndrom [162]).

Bei der Differentialdiagnose zur Lyme-Borreliose ist von besonderem Interesse, dass in Studien bei der sogenannten reaktiven Arthritis der Erreger (Y. enterocolitica) im Gelenkerguss und im Blut nachweisbar war [163, 164].
Mitunter dauern die Arthritiden über viele Jahre. Zudem besteht eine Relation zwischen Yersiniose und Thyreoiditis. All diese Fakten (chronische Arthritiden, Multiorganerkrankung, Krankheitsverlauf über Jahre, Korrelation bezüglich Thyreoiditis) sind in gleicher Weise bei der Lyme-Borreliose zu beobachten, so dass die Differentialdiagnose mitunter äußerst schwierig ist.

Die Labordiagnostik bei Yersinia enterocolitica-Infektion ist in Tabelle 4.17 dargestellt.

Wie bei der Lyme-Borreliose besteht oft Seropositivität bei nicht erkrankten Personen [167]. Erkenntnisse über eine mögliche Seronegativität bei chronischer Yersiniose liegen nicht vor.

Im Krankheitsverlauf können die serologischen Befunde mit der Krankheitsausprägung korrelieren [165].

Tab. 4.17

Keineswegs selten ist ein hoch signifikant pathologischer LTT Yersinien bei Patienten, die primär eine Beschwerdesym
ptomatik vereinbar mit einer chronischen Lyme-Borreliose aufweisen. In Entsprechung zur chronischen Lyme-Borreliose könnte der positive LTT Yersinien, insbesondere bei Reproduzierbarkeit, Indiz einer chronisch persistierenden Infektion sein.

Die bei der Differentialdiagnose chronische Lyme-Borreliose/chronische Yersiniose zu beachtenden Schwerpunkte sind in Tabelle 4.16 dargestellt:


Der Erregernachweis ist insbesondere im Gelenkerguss, im lymphatischen Gewebe des Darmes sowie im Frühstadium auch durch Rachenabstrich möglich. Daten über die Sensitivität des Erregernachweises mittels PCR oder Kultur liegen in der Literatur nicht vor.

 

Bei Yersinia-PCR-positiven Patienten war die Serologie in 70% der Fälle positiv, LTT in 50% [248].


Bei initialem Nachweis von Yersinia enterocolitica mittels Kultur zeigten sich bei den Patienten im chronischen Verlauf IgA und IgG Banden im Immunoblot. Der anhaltende Nachweis von IgA-Antikörpern war offensichtlich Ausdruck einer persistierenden Infektion; die Erreger wurden in diesem Zusammenhang in der Darmschleimhaut und im lymphatischen Gewebe nachgewiesen. Es handelte sich also um eine eindeutig chronisch persistierende Yersinia enterocolitica-Infektion [258]. Die antibiotische Behandlung der Yersinia enterocolitica-Infektion wird in Tabelle 4.18 dargestellt.

Tab. 4.18

Die Yersiniose klingt oft innerhalb von wenigen Wochen ab, so dass eine antibiotische Behandlung nicht generell empfohlen wird. Dies gilt auch im Hinblick auf Ausscheider. Nur bei schweren Krankheitsverläufen, insbesondere mit Sepsis, kommen Antibiotika zum Einsatz.

Y. enterocolitica produziert Betalactamasen mit der Folge, dass Penicillin, Ampicillin und die Cephalosporine der ersten Generation unwirksam sind [201, 205]. Auch besteht oft eine Resistenz gegenüber Makroliden.
Umstritten ist, ob eine frühzeitige antibiotische Behandlung (also bei Gastroenteritis) die reaktive Arthritis verhindert [203].

Die Differentialdiagnose chronische Yersiniose/chronische Lyme-Borreliose ist also infolge der zahlreichen Überschneidungen bei der Symptomatik äußerst schwierig. Bei Vorliegen beider Krankheiten in der chronischen Verlaufsform ist eine Differenzierung oft überhaupt nicht möglich.

Mycoplasma pneumoniae-Infektion

Die differentialdiagnostische Abgrenzung zwischen LB und Mycoplasma pneumoniae-Infektion bzw. die Erkennung der Coinfektion durch Mycoplasma pneumoniae ist problematisch, da beide Krankheiten zahlreiche identische Krankheitsmanifestationen aufweisen; dies betrifft bei Mycoplasma pneumoniae-Infektion die extrapulmonalen Manifestationen: Erkrankungen des ZNS, des muskulo-skelettalen Systems, des Herzens, der Niere und des Auges.

Die Infektionsdaten und die Symptomatik enthält die Tabelle 4.19. Im Vordergrund steht die atypische Pneumonie oft verbunden mit Symptomen im Bereich der oberen Luftwege. Daten über die Häufigkeit extrapulmonaler Manifestationen liegen in der Literatur nicht vor.

Mycoplasma pneumoniae gilt als wichtigster Erreger der atypischen Pneumonie. Jedoch tritt eine Pneumonie nur in etwa 3-10% der Fälle bei Mycoplasma pneumoniae-Infektion auf [204]. Meistens führt die Infektion zu einer banalen Bronchitis [204], Pharyngitis, Rhinitis, Ohrenschmerzen und Sinusitis [205].

Alle in Tabelle 4.17 aufgeführten extrapulmonalen Krankheitsmanifestationen sind selten [206-214]. Bei Arthritis wurde Mycoplasma pneumoniae in der Gelenkflüssigkeit mittels PCR nachgewiesen [211], also ein Hinweis auf einen direkten Zusammenhang mit der Infektion.
Der Erregernachweis im Gelenkerguss und die zahlreichen extrapulmonalen Krankheitsmanifestationen belegen den chronischen Krankheitsverlauf bei Mycoplasma pneumoniae. Präzise Daten über den chronischen Krankheitsverlauf liegen in der Literatur jedoch nicht vor. Unklar ist, ob eine chronische Infektion, insbesondere mit extrapulmonalen Krankheitsmanifestationen bei Seronegativität bestehen kann. Seropositivität belegt die Infektion, kann jedoch aus grundsätzlichen Erwägungen als diagnostische Basis für eine chronisch persistierende Mycoplasma pneumoniae-Infektion nicht dienen.

Vergleichsweise umfangreich ist die Literatur über den Zusammenhang zwischen Mycoplasma pneumoniae und neurologischen Krankheitsmanifestationen.


Die Publikationen betreffen vorwiegend neurologische Komplikationen bei Pneumonie, also die Frühphase der Mycoplasma pneumoniae-Infektion.


Die neurologischen Manifestationen betreffen sowohl die Frühphase, also den Zeitpunkt der bestehenden Pneumonie durch Mycoplasma pneumoniae, als auch spätere Krankheitsstadien.

Tab. 4.19

 

Beschrieben sind Veränderungen im Bereich des Hirnstamms [259, 267], Myelitis [260, 263, 265, 269, 271, 274, 277, 279, 281, 284, 286], Guillain-Barré-Syndrom [261, 262, 268, 272, 282, 283], Encephalitis [270, 273, 275, 276, 278, 280, 281, 285, 286], Meningitis [270], Polyradiculopathie [263], periphere Facialisparese [264, 266], Opticusneuritis und haemorrhagische Leukoencephalitis [268], periphere Polyneuropathie [270], Erkrankungen der Hirnnerven [282], Radiculitis [282].


Die Häufigkeit neurologischer Symptome im Zusammenhang mit Mycoplasma pneumoniae schwankt zwischen 1‰ [287], 1% [288] und 5% [289]. Wiederholt wurde der Erreger mittels Kultur oder PCR nachgewiesen [270, 274, 283].

Der Erregernachweis in Serum und Liquor wurde als Beweis gesehen, dass die neurologischen Manifestationen infektiös und nicht immunologisch vermittelt werden [283]. Jedoch ist der Zusammenhang zwischen Mp und neurologischen Manifestationen nicht unwidersprochen [290, 287].

Andere in der Literatur erwähnten extrapulmonale Manifestationen betreffen Hepatitis, haemolytische Anämie, Schönlein-Henoch-Purpura, Erkrankungen des Muskelskelettsystems, der Haut und anderer Organe [265], Makulaödem [270], bilaterale Uveitis [291], Nephritis [292], Arthritis, Hepatitis, Pericarditis [292].

Die Labordiagnostik bei Mycoplasma pneumoniae ist in Tabelle 4.20 dargestellt. Die Serologie wird, wie bei den meisten Infektionskrankheiten, erst nach Wochen positiv. Sie hat daher im Wesentlichen Bedeutung für den chronischen Krankheitsverlauf. Seropositivität belegt die Infektion, jedoch nicht die Erkrankung. Ob eine chronische Infektion auch bei Seronegativität vorliegen kann, ist wissenschaftlich nicht geklärt.

Der LTT bei Mycoplasma pneumoniae ist durch Studien nicht validiert.

Der Erregernachweis, z.B. im Gelenkerguss ist möglich, jedoch ist der Erregernachweis schwierig, hat eine niedrige Sensitivität und gehört daher nicht zur Routinediagnostik.

Die antibiotische Behandlung von Mycoplasma pneumoniae ist in Tabelle 4.21 dargestellt. Mittel der Wahl ist Azithromycin [293] und Levofloxacin [294].

Tab. 4.20
Tab. 4.21

Nachrangige Coinfektionen der Lyme-Borreliose

Im Folgenden werden weitere Infektionen dargestellt, die im internationalen Schrifttum als Coinfektionen der Lyme-Borreliose Erwähnung finden, allen voran HGA (human granulocytic anaplasmosis) und Babesiose. Diese beiden Coinfektionen haben in den USA Bedeutung, nicht jedoch im europäischen Raum.

Wegen Symptomenverwandschaft mit LB werden der Vollständigkeit halber Mittelmeerfieber, Tularämie, Q-Fieber, Parvovirus B19-Infektion und Campylobacter jejuni-Infektion einbezogen.

Humane granulozytäre Anaplasmose (HGA)

Die humane granulozytäre Anaplasmose (Synonym: Humane granulozytäre Ehrlichiose (HGE)) wird von Zecken übertragen. Reservoir sind Rotwild und Waldmäuse. Der Erreger von HGA kann gleichzeitig mit Borrelia burgdorferi übertragen werden mit der Folge einer Zweifachinfektion. HGA weist zahlreiche Symptome auf, die in gleicher Form auch bei LB vorkommen. Hinweis auf HGA sind pathologische Laborbefunde in Form von Leukopenie, Thrombozytopenie und erhöhten Transaminasen.

Der Aufenthalt des Erregers ist intrazellulär. Die Übertragung auf Mäuse wurde nachgewiesen [193].

Im Zusammenhang mit der Ehrlichiose bzw. Anaplasmose sind im Wesentlichen zwei Erreger zu beachten:

  • Ehrlichia chaffeensis [1]
  • Anaplasma phagocytophilum [2]

E. chaffeensis befällt Monozyten, A. phagocytophilum die Granulozyten.


E. chaffeensis ist der Erreger der humanen monozytären Ehrlichiose (HME), einer sehr seltenen Infektionskrankheit, die im Wesentlichen in den USA und einigen Bereichen Südamerikas vorkommt, kaum jedoch in anderen Regionen der Erde.

E. phagocytophila ist der Erreger der humanen granulozytären Anaplasmose, eine ebenfalls extrem seltene Krankheit in den USA mit einer jährlichen Inzidenz von ca. 10/1 Mio Einwohnern [3].

Infektionsdaten, Symptomatik und Behandlung sind in Tabelle 4.22 zusammengestellt.

Die Krankheitsbedeutung der humanen monozytären Ehrlichiose (HME) und der humanen granulozytären Anaplasmose (HGA) wurde in 1986 bzw. 1994 entdeckt [35, 36]. Beide Infektionskrankheiten ähneln sich klinisch und hinsichtlich der Laborbefunde.
Die Erreger entwickeln sich in Monozyten (HME) oder in granulozytären Leukozyten (HGA). Der Aufenthalt ist also ausschließlich intrazellulär.

Die Übertragung der Erreger erfolgt durch Zecken, in den Vereinigten Staaten vorwiegend durch Ixodes scapularis, in Europa durch I. ricinus.


Wesentliche Reservoire: Hirsche (HME), Waldmäuse (HGA) [39, 40]. Auch andere Übertragungsmodi werden diskutiert:

Tab. 4.22

Mutter-Kind-Übertragung, Bluttransfusionen, direkter Kontakt mit infizierten Tieren, Übertragung von Mensch zu Mensch [37, 38, 41, 42, 43, 44].

Wissenschaftliche Berichte über Erkrankungen infolge HGA in Europa stellen Raritäten dar [4]. Andererseits ergaben Studien in Norditalien, dass 24% der Zecken (I. ricinus) von E. chaffeensis oder A. phagocytophilum befallen sind. Ähnliche Zahlen wurden in den Niederlanden und in Polen nachgewiesen, während sie in Deutschland bei etwa 2% lagen [5-10]. Höhere Zahlen ergaben sich für die Ostküste der Vereinigten Staaten, etwa in der Größenordnung von 30-40% [11, 12].
Bei Patienten mit Lyme-Borreliose liegt die Seroprävalenz für A. phagocytophilum in Europa bei ca. 10% [13-15]. Ähnliche Zahlen ergeben sich für die USA [16].

Andere Studien zeigen, dass eine positive HGA Serologie nur bei 3-7% der LB-Patienten vorliegt und zwar nur im Stadium I und II [369].

Da die Seroprävalenz lediglich etwas über die Häufigkeit der Infektion, nicht aber über die Erkrankung (HGA) aussagt, lassen sich zur Häufigkeit der Erkrankung (Prävalenz der HGA) keine zuverlässigen Aussagen treffen. Nach Wahrscheinlichkeit dürfte bei Patienten mit Lyme-Borreliose eine gleichzeitige Erkrankung mit HGA allenfalls im niedrigen Prozentbereich liegen.

Literatur über chronische Verläufe der HGA liegt nicht vor. Allerdings werden subakute und chronische Verläufe diskutiert [17, 19].

Die Inkubationszeit, also die Zeit zwischen Zeckenstich und Ausbruch der akuten Erkrankung, beträgt im Durchschnitt etwa eine Woche [18].

Die Labordiagnostik bei HGA ist in Tabelle 4.23 dargestellt. Wie schon angedeutet, ist HGA durch Leukopenie, Thrombozytopenie und Erhöhung der Transaminasen gekennzeichnet. Derartige Veränderungen kommen häufig vor und sind, insbesondere bei Bestehen eines fieberhaften Krankheitsbildes, mit den genannten Symptomen (Tab. 4.22) Hinweise auf eine HGA. Der Nachweis der Infektion geschieht mittels Serologie. Andere Nachweismethoden, insbesondere der direkte Erregernachweis, gelingen kaum und gehören daher nicht zur Routinediagnostik.

Tab. 4.23

Die Feststellung einer HGA (auch als Coinfektion) allein auf der Basis der serologischen Befunde ist fragwürdig, da Seropositivität nicht das Vorliegen der Krankheit (HGA) beweist, sondern lediglich die stattgehabte Infektion. Auch bei der HGA stützt sich die Diagnose im Wesentlichen auf die Gesamtheit von Anamnese, körperlichen Untersuchungsbefund, medizinisch-technische Befunde und Differentialdiagnose.

Therapeutisch wird Doxycyclin empfohlen, auch bei Kindern. Präzise Literatur über eine adäquate Behandlung liegt nicht vor.

Zusammenfassend kann festgestellt werden, dass die HGA als Krankheit für sich und als sogenannte Coinfektion bei Lyme-Borreliose in Europa keine wesentliche Bedeutung hat. Allerdings ist die Literatur zu dieser Problematik derzeit völlig unzureichend.

Babesiose

Erreger: Babesia microti, Babesia divergens [57, 58]
Überträger: Zecken (I. ricinus (Europa), I. scapularis (USA)) [57, 58]
Sonstige Übertragungswege: Bluttransfusionen [59], perinatal [60, 61]
Reservoir: Rindvieh (sonstige Vertebraten)

Labordiagnostik:

  • Nachweis im Blutausstrich (schwierig, Wiederholung oft erforderlich)
  • PCR (höhere Sensitivität als Blutausstrich [62])
  • Serologie [63, 64]
  • Schlechte Korrelation zwischen serologischem Titer und Symptomatik [64]

Babesien stammen aus der Familie der Protozoen und führen nach Invasion in Erythrozyten zu deren Lyse.


Zwei Spezies von Babesien stehen pathogenetisch im Vordergrund:

  • Babesia microti
  • Babesia divergens

B. microti ist der prädominante Erreger in den USA, B. divergens in Europa [vgl. 196]. Die Übertragung des Erregers erfolgt im Wesentlichen durch Zecken. B. microti wurde als Coinfektion bei LB gefunden [197, 198, 199].

Seit 1956 wurde insgesamt über nur 30 Fälle in Europa berichtet. Die meisten Patienten waren splenektomiert.

Die Prävalenz von B. microti und B. divergens bei Zecken liegt in Europa bei 10-20% [21-23], in den USA zum Teil höher [24].

Die Seroprävalenz bezüglich B. microti und B. divergens beträgt bei europäischen Patienten mit Lyme-Borreliose 0% [25, 26] und steht damit in hohem Kontrast zu der Häufigkeit der Erreger in Zecken.

Anders ist die Situation in den USA, dort liegt die Seroprävalenz bei etwa 10-20% [27-30]. Entsprechend häufiger wurde in den USA über Erkrankungen berichtet, zum Teil auch mit schweren Krankheitsverläufen [31-34]. Dieser Unterschied lässt sich offensichtlich nur dadurch erklären, dass B. microti, der in den USA vorherrschende Erreger, eine sehr viel höhere Virulenz besitzt als B. divergens.

In Europa spielt also die Babesiose keine wesentliche Rolle, es sei denn, dass der Patient sich im Ausland z.B. in den USA infizierte.

Das Krankheitsbild imponiert als fieberhafter, grippeähnlicher Krankheitszustand mit Schüttelfrost, Arthralgien, Myalgien und gastrointestinalen Symptomen. Schwere Krankheitsverläufe treten nur bei nicht immunkompetenten Patienten auf.

Aufgrund eigener Erfahrungen kann eine chronisch verlaufende Babesiose nach Infektion im europäischen Raum nicht mit letzter Sicherheit ausgeschlossen werden. Die Symptomatik ist durch folgende Beschwerden gekennzeichnet:

  • Erhebliches Fatigue
  • Chronisches Krankheitsgefühl
  • Leichtes Fieber
  • Lufthunger
  • Kurzatmigkeit
  • Kopfschmerzen
  • Myalgien
  • Arthralgien
  • Appetitlosigkeit
  • Nackensteifigkeit

Die Behandlung erfolgt mit Atovaquon, Azithromycin, Clindamycin, ggf. in Verbindung mit Chinin.


Bei Wertung aller Daten kann allerdings festgestellt werden, dass die Babesiose durch den in Europa dominierenden Erreger B. divergens keine wesentliche Gesundheitsgefährdung darstellt und somit als Coinfektion bei der Lyme-Borreliose kaum Bedeutung hat.

Die Literatur zur Babesiose, insbesondere bezüglich chronischem Verlauf und als Coinfektion bei Lyme-Borreliose, ist spärlich. Einige der wichtigen Publikationen werden in der folgenden Literaturübersicht epikritisch wiedergegeben.

Literaturübersicht Babesiose

Krause PJ et al., 1998 [359].

46 Patienten, infiziert mit Babesia, Connecticut, Patienten mit akuter Babesiose, Untersuchung mittels Blutausstrich und PCR. Unbehandelt kann die Babesiose über Monate und sogar Jahre persisieren. Clindamycin und Chinin reduzieren die Parasitämie, jedoch kann die Infektion persistieren. Bessere Behandlungsmethoden werden benötigt.

Hatcher JC et al., 2001 [360].

34 Patienten, hospitalisiert wegen schwerer Babesieninfektion. – Symptomatik: Allgemeines Krankheitsgefühl, Arthralgien, Myalgien, Dyspnoe, Thrombozytopenie, abnorme Leberfunktion. Behandlung erfolgte mit Kombinationstherapie, verwendet wurden Clindamycin, Chinin, Atovaquon oder Azithromycin. Trotz Behandlung persistierte die Parasitämie 8,5 Tage (3-21 Tage).

Hunfeld KP et al., 2002 [361].

467 Seren von Patienten mit Lyme-Borreliose (Erythema migrans), Bb-seropositiven beschwerdefreien Patienten, Personen mit anamnestisch angegebenem Zeckenstich und gesunde Kontrollpersonen. Personen, die Kontakt mit Zecken hatten, wiesen eine signifikant höhere Seroprävalenz für Babesia auf. Alle Kollektive zusammengenommen zeigten eine Seroprävalenz für B. microtii von 5,4%, für B. divergens 3,6%. Die Ergebnisse zeigen, dass Infektion mit Babesia eine Coinfektion der Lyme-Borreliose sein kann und dass Babesien-Infektionen in der BRD häufiger vorkommen als bisher eingeschätzt.


Oleson CV et al., 2003 [362].

74-jähriger Patient mit Querschnittsmyeliltis infolge Lyme-Borreliose und Babesiose. Babesien nachgewiesen im Blutausstrich und mittels PCR. LB-Serologie positiv. Zunächst Tetraplegie, nach 2 Monaten (nurmehr) Paraplegie.

 

Hildebrandt A et al., 2007 [363].

42-jährige Patientin mit akuter myeloischer Leukämie. Nachweis von Babesia microti mittels PCR. Erster in Europa bestätigter Fall einer autochtonen Babesiose.


Hunfeld KP et al., 2008 [364].

Übertragung von Babesia durch Zecken. Symptomatik: Erythrozyten-Lyse, Anämie, Hyperbilirubinämie, Hämoglobinurie und mögliches Organversagen.

Ohmori S et al., 2011 [365].

PCR Methode zum Nachweis von Babesia, auch Unterscheidung von verschiedenen Subspezies möglich.

Krause PJ, 2003 [366].

Symptomatik: Anämie, Thrombozytopenie. Diagnose durch Blutausstrich. Nur 1% der Erythrozyten sind befallen. PCR hat vergleichbare Sensitivität und Spezifität. Ergänzend ist serologische Untersuchung sinnvoll. Behandlung: Clindamycin (600 mg/6 Stunden), Chinin (650 mg/8 Stunden), Azithromycin (ca. 250 mg/Tag), Atovaquon (750 mg/12 Stunden). Azithromycin und Atovaquon haben geringere Nebenwirkungen. Eine Austauschtransfusion kann lebensrettend sein.


Häselbarth K et al., 2007 [367].

Erster Fall einer Babesiose bei Menschen in BRD. 63-jähriger splenektomierter Patient mit rezidivierendem nodulären Hodgkin-Lymphom. Nachweis von Babesia durch Blutausstrich und PCR. Behandlung Chinin, Clindamycin nicht erfolgreich. Bei Rückfall Nachbehandlung als Langzeitbehandlung mit Atovaquon.


Wormser GP et al., 2010 [368].

3 Immun-defiziente Patienten mit Babesiose. Behandlung mit Azithromycin, Atovaquon. Während der Behandlung Entwicklung einer Resistenz.

Hunfeld KP et al., 1998 [369].

Serologische Untersuchung bezüglich HGE- und Babesia microti Serologie. Bei LB Serologie Babesia microti positiv in Stadium I und II bei 13-18%. HGE Serologie bei 3-7%. In der Spätphase Serologie für HGE und Babesia microti negativ.

Rickettsiosen

Zunächst sei darauf hingewiesen, dass die Erreger der Bartonellose zur Familie der Rickettsien gehören.

In den USA ist die wichtigste Rickettsiose das Rocky Mountain Spotted Fever (RMSF), eine potentiell tödliche, meist jedoch heilbare Krankheit. RMSF ist die häufigste Rickettsiose in den USA. Das Krankheitsbild ist im Wesentlichen charakterisiert durch hohes Fieber, ausgeprägtes Krankheitsgefühl, abdominelle Beschwerden und ein generalisiertes Exanthem. Gelegentlich ist die Krankheit auch verbunden mit Manifestationen im ZNS (focale neurologische Defizite, cerebrale Anfälle).

Weltweit gibt es zahlreiche verschiedene Rickettsiosen, die durch verschiedene Rickettsien-Subspezies hervorgerufen werden. Die Übertragung erfolgt in der Regel durch Zecken, jedoch auch durch Milben, Flöhe und Läuse. Typisch sind das generalisierte Exanthem, das sogenannte lokalisierte Eschar (schwarzer Fleck) sowie Fieber, Kopfschmerzen und starke Muskelschmerzen.

Die wichtigste Rickettsiose in Europa ist das Mittelmeerfieber (mediterranean spotted fever); Krankheitserreger: R. conorii. Die Krankheit betrifft im Wesentlichen Südeuropa.

Die Behandlung erfolgt mit Doxycyclin.
Chronische Verläufe sind in der Literatur nicht beschrieben. Differentialdiagnostische Probleme gegenüber der Lyme-Borreliose im Frühstadium dürften sich bei Beachtung der endemischen Umstände und bei Vorliegen des Exanthems kaum ergeben.

Im Übrigen wird auf die Fachliteratur verwiesen.

Tularämie

Die Tularämie wird durch den Erreger Francisella tularensis hervorgerufen. Übertragung erfolgt durch Zecken, Bremsen und Mücken. Das Krankheitsreservoir besteht aus zahlreichen Wirbeltieren.
Hauptkrankheitsmanifestationen: Fieber, Kopfschmerz, Krankheitsgefühl, Lymphknotenschwellung, Pharyngitis, Eschar (schwarzer Fleck), Erbrechen, Pneumonie, erythematöse papulo-ulcerative Läsion an der Bissstelle mit schwarzem Punkt (zentrales Eschar, tache noire).

Behandlung: Tetracycline, Ciprofloxacin.
Betalactame sind unwirksam.

Rückfälle können auftreten, anhaltende chronische Verläufe sind in der Literatur nicht beschrieben. Bei der Differentialdiagnose könnten sich gegenüber der Lyme-Borreliose im Frühstadium bei fehlendem Erythema migrans gelegentlich Probleme ergeben.

Im Übrigen wird auf die Fachliteratur verwiesen.

Q Fieber

Krankheitserreger des Q Fieber ist Coxiella burnetii. Im Gegensatz zur Rickettsiose (Mittelmeerfieber) und der Tularämie kann das Q Fieber chronisch verlaufen. Bei der Symptomatik ergeben sich differentialdiagnostische Probleme bei der Abgrenzung zur Lyme-Borreliose im Spätstadium (Stadium III).

Das Q Fieber tritt meistens endemisch auf (Übertragung von Mensch zu Mensch). Primär erfolgt die Übertragung bei Kontakt mit infiziertem Vieh und zwar durch Inhalation oder orale Übertragung des Erregers. Zwar kann sich C. burnetii auch in anderen Reservoiren aufhalten, u.a. in Zecken, für die Diagnostik entscheidend sind jedoch zwei Punkte:

  • Endemisches Auftreten (Kontakt mit erkrankten Personen)
  • Kontakt mit (erkranktem) Nutzvieh und deren Produkten (Milchprodukte)

Der entscheidende diagnostische Hinweis auf ein mögliches Q Fieber ist also der Kontakt mit an Q-Fieber erkrankten Personen, die berufliche Tätigkeit oder der Kontakt mit Landwirtschaft und Vieh. Bei sporadischen Fällen kann der häufige Genuss roher Milch oder der Kontakt mit krankem Rindvieh (Abort) die Infektionsgefährdung nahelegen.

Wesentliche Krankheitsmanifestationen:

  • Vorübergehendes grippeähnliches Krankheitsbild
  • Pneumonie
  • Hepatitis
  • Sonstige Manifestationen:
    • Erythem
    • Pericarditis/Myocarditis
    • Meningitis/Encephalitis [318-320]
    • Myelitis [316, 317]
    • chronisches Fatigue [340-345]

Der chronische Verlauf des Q Fiebers kann sich über Monate oder Jahre erstrecken. Dabei ist eine chronische Endocarditis die dominierende Krankheitsmanifestation, jedoch keineswegs obligat [344]. Ein chronischer Verlauf tritt bei etwa 1-5% der Patienten auf, die an einem akuten Q Fieber erkrankten. Neben der Endocarditis ist die Infektion von Aneurysmen und vaskulären Prothesen ein häufiges Vokommnis.

Die gesamte Symptomatik des chronischen Q Fiebers ist in Tabelle 4.24 dargestellt [315, 345, 347-350].

Schwangerschaft ist ein Risiko für die Entwicklung eines chronischen Q Fiebers. Ein unbehandeltes chronisches Q Fieber führt zu erheblicher Morbidität, die Mortalität beträgt bis zu 60% [350].

Das chronische Q Fieber erfordert eine antibiotische Langzeitbehandlung, zunächst mit Doxycyclin + Hydroxychloroquin [350]. Die antibiotische Behandlung muss über einen Zeitraum von mindestens 18 Monaten durchgeführt werden [350].

Die Diagnose wird gestützt durch serologische Untersuchungen. Bei einem IFA IgG 1:800 oder darüber kann chronisches Q Fieber nicht ausgeschlossen werden. Zur Zeit ist die Labordiagnostik noch nicht ausreichend standardisiert.

 

Der Erregernachweis mittels PCR im Gewebe (z.B. Herzklappen) hat eine Sensitivität von 100%, im Blut von 47%, im buffy coat liegt die Sensitivität etwas höher. Diagnostisch wichtig ist auch die Untersuchung der Herzklappen mittels Echokardiographie und ggf. FTG-PET, CT, MRT.

Echokardiographisch lassen sich Klappenveränderungen bei 25% der Fälle mit chronischem Q Fieber nachweisen.

Wegdam-Blans et al. [350] haben diagnostische Leitlinien für das chronische Q Fieber entwickelt (Tab. 4.25):
Häufige Kontrolluntersuchung im Krankheitsverlauf sind erforderlich.
Bei Vermutung eines chronischen Q Fiebers:

  • Echokardiographie
  • PET CT

Antibiotische Behandlung des chronischen Q Fiebers:

  • Doxycyclin
  • Hydroxychloroquin
  • Makrolide (Azithromycin, Clarithromycin, Telithromycin)
  • Fluorochinolone
  • Trimethoprim-Sulfamethoxazol [345, 347-348]
Tab. 4.24
Tab. 4.25

Beim chronischen Q Fieber wird Behandlung mit Doxycyclin + Hydroxychloroquin als Langzeitbehandlung, d.h. über 18 Monate, empfohlen [350].
Zur Vervollständigung wird im Folgenden die Darstellung der Problematik durch die CDC und die Q Fever Working Group, 2013 eingefügt.

 


Diagnosis and Management of Q Fever –
United States, 2013:
Recommendations from CDC and the Q Fever Working Group.


Einleitung:

Coxiella burnetii, intrazellulär, vor allem in mononukleären Phagozyten aber auch in anderen Körperzellen. Übertragung durch Inhalation von verseuchter Luft (Exkrete infizierter Tiere). Andere Übertragungswege: Zecken, unpasteurisierte Milch, Milchprodukte, sexuelle Übertragung. Diagnose durch serologische Untersuchung. Behandlung: Doxycyclin.

 


Epidemiologische Faktoren:

  • Berufliche Tätigkeit
  • Kontakt mit Vieh
  • Aufenthalt in endemischen Gebieten
  • Sexualkontakt mit Q-Fieber-Patienten
  • Familienmitglied mit Q-Fieber
  • Anamnese eines akuten Q-Fiebers
  • Patienten mit Herzklappenfehlern und vaskulären Prothesen


Akutes Q-Fieber:

Erwachsene:

  • Inkubation 2 bis 3 Wochen
  • Pneumonie
  • Hepatitis
  • Fieber
  • Fatigue
  • Schüttelfrost
  • Myalgien
  • Heftige Kopfschmerzen
  • Photophobie
  • Myalgien
  • Arthralgien
  • Makulo-papuläres oder purpurfarbenes Exanthem
  • Pericarditis
  • Myocarditis
  • Aseptische Meningitis
  • Encephalitis
  • Cholezystitis

Kinder:

  • Gastrointestinale Beschwerden (50-80%)
  • Hämolytisches urämisches Syndrom
  • Lymphadenitis
  • Cholezystitis
  • Rhabdomyolyse
  • Sonstige Symptome wie bei Erwachsenen

Schwangere:

  • Frühgeburt
  • Intrauterine Fehlentwicklung (bei Infektion im ersten Trimester)
  • (Fehlbildungen durch Q-Fieber sind in der Literatur nicht beschrieben)
  • Infektion bei Schwangerschaft: Doxycyclin

Laborbefunde:

  • GPT erhöht (85% der Fälle)
  • Thrombozytopenie
  • Nachfolgend Thrombozytose
  • BSG erhöht
  • CRP erhöht
  • Hyponatriämie
  • Hämaturie
  • CK erhöht

 

Chronisches Q-Fieber:

 

5% der Fälle mit akutem Q-Fieber entwickeln chronisches Q-Fieber. Beginn Monate, Jahre oder Jahrzehnte nach akuter Infektion oder nach asymptomatischem akutem Q-Fieber.

  • Endocarditis
  • Hepatitis
  • Chronische vaskuläre Infektion
  • Osteomyelitis
  • Osteoarthritis
  • Chronische pulmonale Infektion

Endocarditis führende Problematik.

Sonstige Symptome:

  • Fatigue
  • Fieber
  • Abdominelle Schmerzen
  • Thorakale Schmerzen
  • Gewichtsverlust
  • Nachtschweiße
  • Hepatomegalie
  • Arterielle Embolie
  • Lungenembolie
  • Tiefe Venenthrombose
  • Vegetationen auf Herzklappen
  • (Nachweis durch TEE)

Anmerkung:

Die Fälle mit Lungenembolie traten bei Patienten mit Endocarditis auf, die Fälle mit Thrombose offensichtlich bei schwer erkrankten Patienten. Thrombose und Lungenembolie kommen bei Q-Fieber selten vor.


Post-Q-Fieber-Fatigue-Syndrom:

Bei 20% der Patienten nach akutem Q-Fieber (Literatur spärlich).

Symptome:

  • Übelkeit
  • Kopfschmerzen
  • Nachtschweiße
  • Myalgien
  • Faszikulationen
  • Lymphadenome
  • Arthraglien
  • Schlafstörungen
  • Alkoholintoleranz
  • Photophobie
  • Nervosität
  • Reizbarkeit
  • Depression
  • Kognitive Störungen

Dauer über ein Jahr, oft mehrere Jahre oder lebenslang.

Pathogenese unklar.
Leitlinien (Empfehlungen) bezüglich Behandlung liegen nicht vor.

 


Laboruntersuchungen


Akutes Q-Fieber:

Phase II AK treten zunächst auf und sind höher als Phase I AK.

Diagnose gesichert:
Vierfacher Anstieg des Phase II IgG im IFA
Verglichen werden die Werte in der Akutphase mit denen 3 bis 6 Wochen später

In der ersten Woche AK oft nicht vorhanden, so dass Entscheidung für Behandlung schwierig ist.

Serokonversion tritt nach ein bis zwei Wochen auf. 90% der Patienten sind in der dritten Krankheitswoche seropositiv. IgG Phase II über 1:128 indiziert akutes Q-Fieber.

IgM-AK von begrenztem diagnostischen Wert.
Bei Verdacht auf Q-Fieber sollte umgehend antibiotisch behandelt werden, also Behandlungsbeginn nicht abhängig machen von Laborbefunden. Mittel der Wahl: Doxycyclin.

Erregernachweis mittels PCR im Blut möglich. PCR positiv bei fast allen Patienten mit akutem Q-Fieber (Erregernachweis mittels PCR möglich, bevor AK auftreten).

Chronisches Q-Fieber

Duke Kriterien:

(Die Duke Kriterien betreffen die infektiöse Endocarditis einschließlich Q-Fieber. Für das chronische Q-Fieber gelten die folgenden Kriterien):

Diagnostisch gefordert eine der folgenden Konstellationen:

  • 2 Hauptkriterien, 0 Nebenkriterien
  • 1 Hauptkriterium + 3 Nebenkriterien
  • 0 Hauptkriterien + 5 Nebenkriterien

Hauptkriterien:

  • Erregernachweis im Blut
  • Echokardiographie: Nachweis von Vegetation an Herzklappen, vaskulären Prothesen, neu aufgetretene Insuffizienz prothetischer Klappen
  • Phase I IgG AK Titer > 1:800

Nebenkriterien:

  • Prädisponierende Herzerkrankung
  • Drogenabusus
  • Temperatur über 38 Grad Celsius
  • Arterielle Embolien
  • Lungeninfarkt
  • Intracranielle Blutungen
  • Konjunktivale Blutungen
  • Palmare Mikroembolien

TEE gefordert

 


Serologie bei chronischem Q-Fieber:

Phase I IgG > 1:1.024 und möglicherweise höher als Phase II Titer
(Nach Duke-Kriterien Phase I IgG > 1:800 gefordert)

 


Behandlung: Chronisches Q-Fieber:

Doxycyclin 200 mg + Hydroxychloroquin 600 mg

Dauer der Behandlung abhängig vom Krankheitsverlauf.

Kombination mit Hydroxychloroquin erforderlich
(Hydroxychloroquin erhöht den pH-Wert in den Lysosomen. In vitro nachgewiesen, dass Doxycyclin und Hydroxychloroquin bakterizid auf C. burnetii wirken).


Chronisches Q-Fieber: Behandlungsdauer mindestens 18 Monate bei Herzklappenfehlern und zwei Jahre bei Klappenprothesen.
Sonstige Manifestationen eines chronischen Q-Fiebers werden antibiotisch behandelt in Abhängigkeit vom Krankheitsverlauf.

Die Abnahme von Phase I IgG und die Besserung klinischer Symptome sind Hinweis auf eine effektive Behandlung.

Beschwerdefreie Patienten nach antibiotischer Langzeitbehandlung mit persistierenden Phase I IgG Werten von > 1:1024 haben durch Fortsetzung der antibiotischen Behandlung möglicherweise keine weiteren Vorteile.

Bei Patienten mit Herzklappenfehler und Q-Fieber serologische Kontrolle (nach Behandlung) halbjährlich für mindestens 5 Jahre, ggf. lebenslang.

Die Behandlung des chronischen Q-Fiebers ist schwierig, sie hängt im Wesentlichen von der klinischen Einschätzung ab.

 

 

Zusammenfassung Behandlung Q-Fieber:

Bei Verdacht auf akutes Q-Fieber sofortige antibiotische Behandlung, also nicht auf serologischen Befund warten
Chronisches Q-Fieber nur behandeln, wenn serologische Bestätigung vorliegt
Antibiotische Behandlung nur bei symptomatischen Patienten
Doxycyclin Mittel der Wahl
Behandlungsdauer 2 Wochen
Kinder unter 8 Jahren Behandlung mit Trimethoprim-Sulfomethoxazol, alternativ Doxycyclin für nur 5 Tage
Behandlung in der Schwangerschaft: Trimethoprim-Sulfomethoxazol während der gesamten Schwangerschaft
Serologische Verlaufskontrolle nach akutem Q-Fieber, um ein chronisches Q-Fieber rechtzeitig zu erfassen.

Humanes Parvovirus B19-Infektion

Erreger: Humanes Parvovirus B19
Übertragung: Respirationstrakt (Tröpfcheninfektion)
Übertragung in der Schwangerschaft
Bluttransfusion
Reservoir: Mensch

Die Krankheit kann chronisch verlaufen, d.h. über Monate und Jahre [171]. Ob Parvovirus B19 eine chronische Myocarditis und Kardiomyopathie bedingt, ist umstritten [172-175]. Der chronische Verlauf ist durch Erregernachweis im Gelenkerguss, Myokard, Knochenmark und Blut belegt [169-175].

Im Hinblick auf die Lyme-Borreliose sind differentialdiagnostisch folgende Krankheitsmanifestationen von Relevanz:

  • Persistierende oder wiederkehrende Arthropathie
  • Myocarditis
  • Cardiomyopathie

Das Erythema infectiosum ist bei Kindern eine typische Hautmanifestation der Parvovirus B19-Infektion, kommt jedoch bei Erwachsenen meistens nicht vor. Arthralgien können über Monate bis Jahre bestehen.

Im Übrigen sei auf die Fachliteratur verwiesen.

Campylobacter jejuni

Campylobacter jejuni (Cj) ist ein kleines gramnegatives Bakterium, dessen Krankheitsbedeutung in den 1980er Jahren erkannt wurde. Weltweit gehört Cj zu den häufigsten Erregern einer akuten Diarrhöe. Infektionsquellen sind Wild und Haustiere, Tierprodukte und insbesondere Geflügel [299]. Der Erreger kann in einer kokkoiden Form jedoch auch in normaler Form über Monate bei ungünstigen Lebensbedingungen persistieren. Er dringt in die Epithelzellen des Darmes ein und führt zu deren Zerstörung möglicherweise durch Toxine [303, 304].

Die Hauptmanifestation der Campylobacter jejuni-Infektion ist die Gastroenteritis. In der Frühphase (Gastroenteritis) kann es zu Komplikationen im Bauchbereich kommen.

Differentialdiagnostische Bedeutung hat Cj durch Komplikationen im Spätstadium: reaktive Arthritis, Guillain-Barré-Syndrom.

Eine reaktive Arthritis bei Cj-Infektion ist selten und beträgt maximal 2,6% [305-308]. Das Guillain-Barré-Syndrom hat im Zusammenhang mit Cj-Infektion eine vergleichsweise ungünstige Prognose [309]. Die Inzidenz beträgt etwa gut 1‰ [310].

 

Die reaktive Arthritis tritt etwa ein bis zwei Wochen nach der Gastroenteritis auf [304], das Guillain-Barré-Syndrom etwa in einem Zeitraum von zwei Monaten nach Infektionsbeginn [311].
Infektionsdaten, Symptomatik und Behandlung sind in Tabelle 4.26 zusammengestellt.
Die antibiotische Behandlung reduziert die Dauer der Gastroenteritis. Empfohlen werden im Wesentlichen Makrolide [312] und Chinolone, bei denen jedoch auch Resistenzen vorkommen können [313]. Gegenüber Trimethoprim und Betalactamen besteht Resistenz [314].

Tab. 4.26

Brucellose

Der Erreger Brucella spp. wird bei Kontakt mit tierischen Flüssigkeiten, insbesondere von Haustieren sowie durch Verzehr von infizierten Milchprodukten übertragen. Übertragung von Mensch zu Mensch (B. melitensis, Inhalation) und endemisches Auftreten sind möglich.

 

Die Brucellose kann zunächst als akutes fieberhaftes Krankheitsbild auftreten und sich bei unzureichender Therapie oder inadäquater Immunabwehr zu einem chronischen Krankheitsbild entwickeln, mitunter auch in Form von Rezidiven. Die wichtigsten Krankheitsmanifestationen sind in Tab. 4.26a wiedergegeben.

Das akute Krankheitsbild kann plötzlich, jedoch auch schleichend beginnen.

Diagnostisch entscheidend ist die Erkennung im Zusammenhang mit krankem Nutzvieh oder verseuchten Milchprodukten. Brucella ist häufige Ursache für Abort bei Tieren.

Die Diagnose stützt sich im Wesentlichen auf die Serologie, Erregernachweis ist durch PCR oder Kultur möglich.

Behandlung der Brucellose: Doxycyclin, Streptomycin, Rifampicin, Fluorchinolone (siehe Tab. 4.26a).

Im Übrigen sei auf die Fachliteraur verwiesen.

Tab. 4.26a

Reaktive Arthritis

Der Begriff „reaktive Arthritis“ bezeichnet Gelenkentzündungen, die in Beziehung zu bestimmten Infektionskrankheiten stehen. Bei gleichzeitiger Erkrankung der Urethra und der Uvea wurde früher der Begriff „Reiter-Syndrom“ angewendet: Arthritis, Urethritis und Uveitis wurden als Reiter’sche Trias bezeichnet [215, 216]. Wegen der oft besonders schwierigen Abgrenzung der reaktiven Arthritis gegenüber der Lyme-Arthritis und Arthritiden sonstiger Infektionskrankheiten, wird die Problematik detaillierter im nachfolgenden Kapitel 4.1 dargestellt.

Infektionskrankheiten, die eine Reaktive Arthritis induzieren können, sind in Tabelle 4.27 wiedergegeben.

Bei dem Begriff „reaktive Arthritis“ handelt es sich nicht um eine definierte Krankheit (nosologische Entität), sondern um ein Konzept zur Einordnung der Krankheitszusammenhänge und der Pathophysiologie.

Tab. 4.27

Der Begriff „reaktive Arthritis“ ist problematisch, da bei zahlreichen Infektionen der Erreger bei einer solchen sogenannten reaktiven Arthritis in Synovia und Gelenkflüssigkeit nachgewiesen wurde. Dies trifft zu für Chlamydophila pneumoniae [234-236], Chlamydia trachomatis [243, 244] und für Yersinia enterocolitica [163, 164]. – Auch bei Arthritiden im Zusammenhang mit Mycoplasma pneumoniae wurde der Erreger in der Synovia nachgewiesen [211].

Die reaktive Arthritis tritt Tage bis Wochen nach Infektionsbeginn auf. Sie betrifft vorwiegend die Gelenke der unteren Extremitäten. Bei einer Krankheitsdauer von unter 6 Monaten wird der Begriff „akute reaktive Arthritis“, bei Krankheitsdauer über 6 Monaten der Begriff „chronisch reaktive Arthritis“ gewählt.

In 50% der Fälle sind auch Gelenke der oberen Extremität betroffen, mitunter auch kleine Gelenke und die Arthritis kann von Sehnenentzündungen (Enthesitis) begleitet sein [217-219, 220].
Eine der wichtigsten Differentialdiagnosen der reaktiven Arthritis ist die Lyme-Arthritis (chronische Lyme-Borreliose, Lyme-Borreliose im Spätstadium, Stadium III).
Die reaktive Arthritis kann mit anderen Krankheitsmanifestationen einhergehen, die in Tabelle 4.28 dargestellt sind.

Bei der Diagnose einer „reaktiven Arthritis“ ist anamnestisch zu recherchieren, ob Hinweise auf eine der oben genannten Infektionen vorliegen. Entsprechend ergeben sich folgende wesentliche anamnestische Aspekte:

  • Chlamydia trachomatis-Infektion (mit und ohne Symptomatik)
  • Enteritis
  • Atypische Pneumonie
Tab. 4.28

Ergänzend sei erinnert, dass Arthritiden auch bei Chlamydophila pneumoniae und Mycoplasma pneumoniae vorkommen und dass bei den Chlamydiosen, der Yersiniose und auch bei Mycoplasma pneumoniae die Erreger in Synovia bzw. Gelenkerguss nachgewiesen wurden.

Mittels Laboruntersuchungen (Kultur, Serologie) lässt sich in 50% der Fälle eine bestehende oder vorausgegangene Infektion nachweisen [221]. Andere Labortests, insbesondere sogenannte Entzündungsmarker (BSG, CRP, Leukozytose) haben bei der reaktiven Arthritis keine Bedeutung.

Im Hinblick auf Chlamydia trachomatis ist der Erregernachweis im Urethra-Abstrich oder im Urin mittels PCR sinnvoll.

Chronische Verläufe, d.h. eine Krankheitsdauer über 6 Monate, kommen bei knapp 20% der Patienten vor [222].

Zur Behandlung werden NSAR eingesetzt, allerdings nur zur Schmerzlinderung, da sie auf Krankheitsverlauf und Krankheitsdauer keinen Einfluss haben. Dagegen entwickeln Sulfasalazine [224] und TNF-Antikörper eine gewisse Wirkung [225].

Eine antibiotische Behandlung wird bei akuter Chlamydien-Infektion empfohlen mit dem Ziel, die Häufigkeit der reaktiven Arthritis zu reduzieren. Entsprechende Studien liegen jedoch nicht vor [223]. Bei der chronischen reaktiven Arthritis sind die Erkenntnisse über die Wirksamkeit einer antibiotischen Behandlung widersprüchlich [220, 226, 227-231].

Überblick der Symptomatik und Behandlung von LB und chronischen Coinfektionen   


Ein orientierender Überblick über die verschiedenen Krankheitsmanifestationen bei LB und die wesentlichen Coinfektionen ist in Tabelle 4.29 wiedergegeben. Die Übersicht zeigt, dass eine erhebliche Symptomenüberschneidung bei LB, Bartonellose, Y. enterocolitica und Mycoplasma pneumoniae vorliegen. Auch Chlamydia pneumoniae weist einige Überschneidungen bei der Symptomatik auf. Chlamydia trachomatis und Campylobacter jejuni sind im Wesentlichen durch die reaktive Arthritis und das seltene Guillain-Barré-Syndrom gekenneichnet. Die antibiotische Behandlung (Tabelle 4.30) beinhaltet nur bei der chronischen Lyme-Borreliose den Einsatz der Cephalosporine, 3. Generation und ggf. von Carbapenemen. Ansonsten liegt der Schwerpunkt generell bei den Tetracyclinen, den Makroliden, zum Teil bei den Chinolonen, insbesondere bei Gemifloxacin, die alle eine intra- und extrazelluläre Wirkung besitzen.

Tab. 4.29
Tab. 4.30

Schlussfolgerung:

Ende des 20. Jahrhunderts sind einige Infektionskrankheiten in das medizinische und gesundheitspolitische Interesse getreten. Dies beruht im Wesentlichen auf der Tatsache, dass die Krankheiten oft einen chronischen Verlauf haben. In Europa und Nordamerika, jedoch auch in zahlreichen anderen Bereichen der Welt werden diese chronischen Krankheiten im Wesentlichen durch folgende Erreger hervorgerufen: Borrelia burgdorferi, Bartonella henselae, Mycoplasma pneumoniae, Chlamydophila pneumoniae, Chlamydia trachomatis, Yersinia enterocolitica. In Nordamerika haben auch HGA (Human Granulocytic Anaplasma) und Babesien Bedeutung, während Infektionen mit diesen Erregern in Europa eine Rarität darstellen. Auch sonstige im Text dargestellte Erreger haben hinsichtlich der Häufigkeit nachrangige Bedeutung. Borrelia burgdorferi wird durch Zecken übertragen, dies gilt auch in einem Teil der Krankheitsfälle für Bartonella henselae. Beide Krankheiten können also durch Zeckenstich gleichzeitig übertragen werden. Die übrigen genannten Erreger haben andere Infektionswege. – Von allen genannten Infektionskrankheiten ist die Lyme-Borreliose (Borrelia burgdorferi) die bei weitem häufigste Infektionskrankheit mit chronischem Verlauf. Auch ist diese Krankheit (Lyme-Borreliose, Lyme Disease) wissenschaftlich am besten von allen genannten Infektionskrankheiten untersucht. Aufgrund dieser besonderen Stellung der Lyme-Borreliose werden die sonstigen Infektionskrankheiten in der Literatur mit dem Begriff „Coinfektionen“ belegt. Die Lyme-Borreliose kann von einer oder mehreren Coinfektionen begleitet sein (Zweifach- oder Mehrfachinfektion). Coinfektionen verstärken die Krankheitsausprägung und erschweren den Therapieerfolg. Die Symptomatik der Lyme-Borreliose und der sogenannten Coinfektionen zeigen erhebliche Überschneidungen. Eine subtile diagnostische Analyse ist erforderlich, um alle (möglicherweise) vorliegenden Infektionskrankheiten zu erfassen. Die diagnostischen und therapeutischen Möglichkeiten bei den chronischen Infektionskrankheiten sind begrenzt. Dies gilt für die Lyme-Borreliose und noch mehr für die Coinfektionen. Bei der wichtigen Coinfektion Bartonella henselae stehen keine ausreichenden Labormethoden zur Verfügung und es gibt keinerlei offizielle Leitlinien im Hinblick auf die antibiotische Behandlung. Alle genannten Krankheitserreger haben die Fähigkeit zum intrazellulären Aufenthalt, so dass (abgesehen von B. burgdorferi) nur intrazellulär wirksame Antibiotika zum Einsatz kommen. Dennoch ist die Versagerquote bei der antibiotischen Behandlung der Coinfektionen hoch; wiederum mit besonderem Blick auf Bartonella henselae sind die Ansichten über eine adäquate antibiotische Therapie sehr kontrovers. Nachdem inzwischen die klinische und wissenschaftliche Bedeutung dieser chronischen Infektionskrankheiten erkannt ist, gilt es diagnostische und insbesondere therapeutische Maßnahmen für die chronischen Infektionskrankheiten zu entwickeln und zu verbessern.

Literaturverzeichnis

  1. Maeda K, Markowitz N, Hawley RC, Ristic M, Cox D, McDade JE. Human infection with Ehrlichia canis, a leukocytic rickettsia. N Engl J Med 1987; 316(14): 853-6.
  2. Chen SM, Dumler JS, Bakken JS, Walkder DH. Identification of a granulocytotrophic ehrlichia species as the etiologic agent of human disease. J Clin Microbiol 1994; 32(3): 589-95.
  3. Demma LJ, Holman RC, McQuiston JH, Krebs JW, Swerdlow DL. Epidemiology of human ehrlichiosis and anaplasmosis in the United States, 2001-2001. Am J Trop Med Hyg 2005; 73(2): 400-9.
  4. Björsdorff A, Wittesjö B, Berglun J, Massung RF, Eliasson I. Human granulocytic ehrlichiosis as a common cause of tick-associated fever in Southeast Sweden: report from a prospective clinical study. Scand J Infect Dis 2002; 34(3): 187-91.
  5. Stanczak J, Gabre RM, Kruminis-Lozowska W, Racewicz M, Kubica-Biemat B. Ixodes ricinus as a vector of Borrelia burgdorferi sensu lato, Anaplasma phagocytophilum and Babesia microti in urban and suburban forests. Ann Agric Environ Med 2004; 11(1): 109-14.
  6. Fingerle V, Munderloh UG, Liegl G, Wilske B. Coexistence of ehrlichiae of the phagocytophila group with Borrelia burgdorferi in Ixodes ricinus from Southern Germany. Med Microbiol Immunol 1999; 188(3): 145-9.
  7. Oehme R, Hartelt K, Backe H, Brockmann S, Kimming P. Foci of tick-borne diseases in southwest Germany. Int J Med Microbiol 2002; 291 Suppl 33:22-9.
  8. Schouls LM, Van De Pol I, Rijpkema SG, Schot CS. Detection and identification of Ehrlichia, Borrelia burgdorferi sensu lato, and Bartonella species in Dutch Ixodes ricinus ticks. J Clin Microbiol 1999; 37(7): 2215-22.
  9. Baumgarten B, Harrer TH, Röllinghoff M, Bogdan C. Prevalence of human granulocytic Ehrlichiosis in Ixodes ticks from Southern Germany: Evidence for genetic heterogenety. VIII International Conference on Lyme Borreliosis and other Emerging Tick-Borne Diseases, Munich, 1999 (abstract).
  10. Hildebrandt A, Schmidt KH, Wilske B, Dom W, Straube E, Fingerle V. Prevalence of four species of Borrelia burgdorferi sensu lato and coinfection with Anaplasma phagocytophila in Ixodes ricinus ticks in central Germay. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2003; 22(6): 364-7.
  11. Schauber EM, Gertz SJ, Maple WT, Ostfeld RS. Coinfection of blacklegged ticks (Acari: Ixodidae) in Dutchess County, New York, with the agents of Lyme disease and human granulocytic ehrlichiosis. J Med Entomol 1998; 35(5): 901-3.
  12. Schwartz I, Fish D, Daniels TJ. Prevalence of the rickettsial agent of human granulocytic ehrlichiosis in ticks from a hyperendemic focus of Lyme disease. N Engl J Med1997; 337(1): 49-50.
  13. Bakken JS, Krueth J, Tilden RL, Dumler JS, Kristiansen BE. Serological evidence of human granulocytic ehrlichiosis in Norway. Eur J Microbiol Infect Dis 1996; 15(10): 829-832.
  14. Hermanowska-Szpakowicz T, Skotarczak B, Kondrusik M, Rymaszewska A, Sawczuk M, Maciejewska A, Adamska M, Pancewicz S, Zajkowska J. Detecting DNAs of Anaplasma phagocytophilum and Babesia in the blood of patients suspected of Lyme-disease. Ann Agric Envir Med 2004; 11(2): 351-4.
  15. Pusterla N, Weber R, Wolfensberger C, Schär G, Zbinden R, Fierz W, Madigan JE, Dumler JS, Lutz H.Serological evidence of human granulocytic ehrlichiosis in Switzerland. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 1998; 17(3): 207-9.
  16. Magnarelli LA, Dumler JS, Anderson JF, Johnson RC, Fikring E. Coexistence of antibodies to tick-borne pathogenes of babesiosis, ehrlichiosis, and Lyme borreliosis in human sera. J Clin Microbiol 1995; 33(11): 3054-7.
  17. Bakken JS, Dumler S. Human granulocytic anaplasmosis. Infect Dis Clin North Am 2008; 22(3): 433-48.
  18. Aguero-Rosenfeld ME, Horowitz HW, Wormser GP, McKenna DF, Nowakowski J, Muñoz J, Dumler JS. Human granulocytic ehrlichiosis: A case series from a medical center in New York State. Ann Intern Med 1996; 125(11): 904-8.
  19. Roland WE, McDonald G, Caldwell CW, Everett ED. Ehrlichiosis – a cause of prolonged fever. Clin Infect Dis 1995; 20(4): 821-5.
  20. Bakken JS, Dumler JS. Clinical diagnosis and treatment of human granulocytotropic anaplasmosis. Ann N Y Acad Sci 2006; 1078: 236-47.
  21. Skotarczak B, Wodecka B, Cichocka A. Coexistence DNA of Borrelia burgdorferi sensu lato and Babesia microti in Ixodes ricinus ticks from north-western Poland. Ann Agric Environ Med 2002; 9(1): 25-8.
  22. Skotarczak B, Rymaszewska A, Wodecka B, Sawczuk M. Molecular evidence of coinfection of Borrelia burgdorferi sensu lato, human granulocytic ehrlichiosis agent, and Babesia microti in ticks from northwestern Poland. J Parasitol 2003; 89(1): 194-6.
  23. Halos L, Jamal T, Maillard R, Beugnet F, Le Menach A, Boulouis HJ, Vayssier-Taussat M. Evidence of Bartonella sp. in questing adult and nymphal Ixodes ricinus ticks from France and co-infection with Borrelia burgdorferi sensu lato and Babesia sp. Vet Res 2005; 36(1): 79-87.
  24. Schwartz I, Fish D, Daniels TJ. Prevalence of the rickettsial agent of human granulocytic ehrlichiosis in ticks from a hyperendemic focus of Lyme disease. N Engl J Med 1997; 337(1): 49-50.
  25. Hermanowska-Szpakowicz T, Skotarczak B, Kondrusik M, Rymaszewska A, Sawczuk M, Maciejewska A, Adamska M, Pancewicz S, Zajkowska J. Detecting DNAs of Anaplasma phagocytophilum and Babesia in the blood of patients suspected of Lyme disease. Ann Agric Environ Med 2004; 11(2): 351-4.
  26. Arnez M, Luznik-Bufon T, Avsic-Zupanc T, Ruzic-Sabljic E, Petrovec M, Lotric-Furlan S, Strle F. Causes of febrile illness after a tick bite in Slovenian children. Pediatr Infect Dis 2003; 22(12): 1078-83.
  27. Stricker RB, Gaito A, Harris NS, Burrascano JJ. Coinfection in patients with lyme disease: how big a risk? Clin Infect Dis 2003; 37(9): 1277-8.
  28. Krause PJ, Telford SR 3rd, Spielman A, Sikand V, Ryan R, Christianson D, Burke G, Brassard P, Pollack R, Peck J, Persing DH. Concurrent Lyme disease and babesiosis. JAMA 1996; 275(21): 1657-60.
  29. Wang TJ, Liang MH, Shangha O, Phillips CB, Lew RA, Wright EA, Berardi V, Fossel AH, Shadick NA. Coexposure to Borrelia burgdorferi and Babesia microti does not worsen the long-term outcome of lyme disease. Clin Infect Dis 2000; 31(5): 1149-54.
  30. Krause PJ, McKay K, Thompson CA, Sikand VK, Lentz R, Lepore T, Closter L, Christianson D, Telford SR, Persing D, Radolf JD, Spielman A. Deer-Associated Infection Study Group. Disease-specific diagnosis of coinfecting tickborne zoonosis: babesiosis, human granulocytic ehrlichiosis, and Lyme disease. Clin Infect Dis2002; 34(9): 1184-91.
  31. Hatcher JC, Greenberg PD, Antique J, Jimenez-Lucho VE. Severe babesiosis in Long Island: review of 34 cases and their complications. Clin Infect Dis 2001; 32(8): 1117-25.
  32. Krause PJ, Telford SR 3rd, Spielman A, Sikand V, Ryan R, Christianson D, Burke G, Brassard P, Pollack R, Peck J, Persing DH. Concurrent Lyme disease and babesiosis. Evidence for increased severity and duration of illness. JAMA 1996; 275(21): 1657-60.
  33. Reubush TK 2nd, Cassaday PB, Marsh HJ, Lisker SA, Lisker SA, Voorhees DB, Mahoney EB, Healy GR. Human babesiosis on Nantucket Island. Clinical features. Ann Intern Med 1977; 86(1): 6-9.
  34. White DJ, Talarico J, Chang HG, Birkhead GS, Heimberger T, Morse DL. Human babesiosis in New York State: Review of 139 hospitalized cases and analysis of prognostic factors. Arch Intern Med 1998; 158(19): 2149-54.
  35. Maeda K, Markowitz N, Hawley RC, Ristic M, Cox D, McDade JE. Human infection with Ehrlichia canis, a leukocytic rickettsia. N Engl J Med 1987; 316(14): 853-6.
  36. Chen SM, Dumler JS, Bakken JS, Walker DH. Identification of a granulocytotropic Ehrlichia species as the etiologic agent of human disease. J Clin Microbiol 1994; 32(3): 589-95.
  37. Nadelman RB, Horowitz HW, Hsieh TC, Wu JM, Aguero-Rosenfeld ME, Schwartz I, Nowakowski J, Varde S, Wormser GP. Simultaneous human granulocytic ehrlichiosis and Lyme borreliosis. N Engl J Med 1997; 337(1): 27-30.
  38. Schwartz I, Fish D, Daniels TJ. Prevalence of the rickettsial agent of human granulocytic ehrlichiosis in ticks from a hyperendemic focus of Lyme disease. N Engl J Med 1997; 337(1): 49-50.
  39. Lockhart JM, Davidson WR, Stallknecht DE, Dawson JE, Howerth EW. Isolation of Ehrlichia chaffeensis from wild white-tailed deer (Odocoileus virginianus) confirms their role as natural reservoir hosts. J Clin Microbiol     1997; 35(7): 1681-6.
  40. Kocan AA, Levesque GC, Withworth LC, Murphy GL, Ewing SA, Barker RW. Naturally occurring Ehrlichia chaffeensis infection in coyotes from Oklahoma. Emerg Infect Dis 2000; 6(5): 477-80.
  41. Horowitz HW, Kilchevsky E, Haber S, Aguero-Rosenfeld M, Kranwinkel R, James EK, Wong SJ, Chu F, Liveris D, Schwartz I. Perinatal transmission of the agent of human granulocytic ehrlichiosis. N Engl Med 1998; 339(6): 375-8.
  42. Bakken JS, Dumler S. Human granulocytic anaplasmosis. Infect Dis Clin North Am 2008; 22(3): 433-48.
  43. Bakken JS, Krueth JK, Lund T, Malkovitch D, Asanovich K, Dumler JS. Exposure to deer blood may be a cause of human granulocytic ehrlichiosis. Clin Infect Dis 1996; 23(1): 198.
  44. Krause PJ, Wormser GP. Nosocomial transmission of human granulocytic anaplasmosis? JAMA 2008; 300(19): 2308-9.
  45. Dumler JS, Bakken JS. Ehrlichial diseases of humans: emerging tick-borne infections. Clin Infect Dis 1995; 20(5): 1102-10.
  46. Dawson JE, Fishbein DB, Eng TR, Redus MA, Green NR. Diagnosis of human ehrlichiosis with the indirect fluorescent antibody test: kinetics and specificity. J Infect Dis 1990; 162(1): 91-5.
  47. Brouqui P, Bacellar F, Baranton G, Birtles RJ, Bjoërsdorff A, Blanco JR, Caruso G, Cinco M, Fournier PE, Francavilla E, Jensenius M, Kazar J, Laferl H, Lakos A, Lotric Furlan S, Maurin M, Oteo JA, Parola P, Perez-Eid C, Peter O, Postic D, Raoult D, Tellez A, Tselentis Y, Wilske B; ESCMID Study Group     on Coxiella, Anaplasma, Rickettsia and Bartonella; European Network for Surveillance of Tick-Borne Diseases.Guidelines for the diagnosis of tick-borne bacterial diseases in Europe. Clin Microbiol Infect 2004; 10(12): 1108-32.
  48. Bakken JS, Haller I, Riddell D, Walls JJ, Dumler JS. The serological response of patients infected with the agent of human granulocytic ehrlichiosis. Clin Infect Dis 2002; 34(1): 22-7.
  49. Bakken JS, Dumler JS. Ehrlichiosis and anaplasmosis. Infect Med 2004; 21:433.
  50. Paddock CD, Childs JE. Ehrlichia chaffeensis: a prototypical emerging pathogen. Clin Microbiol Rev 2003; 16(1): 37-64.
  51. Bakken JS, Krueth J, Wilson-Nordskog C, Tilden RL, Asanovich K, Dumler JS. Clinical and laboratory characteristics of human granulocytic ehrlichiosis. JAMA 1996; 275(3): 199-205.
  52. Bakken JS, Aguero-Rosenfeld ME, Tilden RL, Wormser GP, Horowitz HW, Raffalli JT, Baluch M, Riddell D, Walls JJ, Dumler JS. Serial measurements of hematologic counts during the active phase of human granulocytic ehrlichiosis. Clin Infect Dis 2001; 32(6): 862-70.
  53. Chapman AS, Bakken JS, Folk SM, Paddock CD, Bloch KC, Krusell A, Sexton DJ, Buckingham SC, Marshall GS, Storch GA, Dasch GA, McQuiston JH, Swerdlow DL, Dumler SJ, Nicholson WL, Walker DH, Eremeeva ME, Ohl CA; Tickborne Rickettsial Diseases Working Group; CDC. Diagnosis and management of tickborne rickettsial diseases: Rocky Mountain spotted fever, ehrlichiosis, and anaplasmosis - - United States: a pracitcal guide for physicians and other health-care and public health professionals. MMWR Recomm Rep 2006; 55(RR-4): 1-27.
  54. Standaert SM, Yu T, Scott MA, Childs JE, Paddock CD, Nicholson WL, Singleton J Jr, Blaser MJ. Primary isolation of Ehrlichia chaffeensis from patients with febrile illnesses: clinical and molecular characteristics. J Infect Dis 2000; 181(3): 1082-8.
  55. Felek S, Unver A, Stich RW, Rikihisa Y. Sensitive detection of Ehrlichia chaffeensis in cell culture, blood, and tick specimens by reverse transcription-PCR. J Clin Microbiol 2001; 39(2): 460-3.
  56. Walls JJ, Caturegli P, Bakken JS, Asanovich KM, Dumler JS. Improved sensitivity of PCR for diagnosis of human granulocytic ehrlichiosis using epank1 genes of Ehrlichia phagocytophila-group ehrlichiae. J Clin Microbiol     2000; 8(1): 354-6.
  57. Vannier E, Gewurz BE, Krause PJ. Human babesiosis. Infect Dis Clin North Am 2008; 22(3): 469-88.
  58. Zintl A, Mulcahy G, Skerrett HE, Taylor SM, Gray JS. Babesia divergens, a bovine blood parasite of veterinary and     zoonotic importance. Clin Microbiol Rev 2003; 16(4): 622-36.
  59. Leiby DA. Babesiosis and blood transfusion: flying under the radar. Vox Sang 2006; 90(3): 157-65.
  60. Fox LM, Wingerter S, Ahmed A, Arnold A, Chou J, Rhein L, Levy Neonatal babesiosis: case report and review of the literature. Pediatr Infect Dis J 2006; 25(2): 169-73.
  61. Sethi S, Alcid D, Kesarwala H, Tolan RW Jr. Probable congenital babesiosis in infant, new jersey, USA. Emerg Infect Dis 2009; 15(5): 788-91.
  62. Vannier E, Gewurz BE, Krause PJ. Human babesiosis, Infect Dis Clin North Am, 22:469, 2008
  63. Krause PJ, Ryan R, Telford S 3rd, Persing D, Spielman A. Efficacy of immunoglogulin M serodiagnostic test for rapid diagnosis of acute babesiosis. J Clin Microbiol 1996; 34(8): 2014-6.
  64. Krause PJ, Telford SR 3rd, Ryan R, Conrad PA, Wilson M, Thomford JW, Spielman A. Diagnosis of babesiosis: evaluation of a serologic test for the detection of Babesia microti antibody. J Infect Dis 1994; 169(4): 923-6.
  65. Ruebush TK 2nd, Chisholm ES, Sulzer AJ, Healy GR. Development and persistence of antibody in persons infected with Babesia microti. Am J Trop Med Hyg 1981; 30(1): 291-2.
  66. Bass JW, Vincent JM, Person DA. The expanding spectrum of Bartonella infections: II. Cat-scratch disease. Pediatr Infect Dis J 1997; 16(2): 163-79.
  67. Spach DH, Koehler JE. Bartonella-associated infections. Infect Dis Clin North Am 1998; 12(1):137-55.
  68. Wear DJ, Margileth AM, Hadfield TL, Fischer GW, Schlagel CJ, King FM. Cat scratch disease: A bacterial infection. Science 1983; 221(4618): 1403-5.
  69. Englisch CK, Wear DJ, Margileth AM, Lissner CR, Walsh GP. Cat-scratch disease. Isolation and culture of the bacterial agent. JAMA 1988; 259(9): 1347-52.
  70. Bonatti M, Mendez J, Guerrero I, Krishna M, Ananda-Michel J, Yao J, Steers JL, Hellinger W, Dickson RC, Alvarez S. Disseminated Bartonella infection following liver transplantation. Transpl Int 2006; 19(8): 683-7.
  71. Thudi KR, Kreikemeier TJ, Phillips NJ, Salvalaggio PR, Kennedy DJ, Hayashi PH. Cat scratch disease causing hepatic masses after liver transplant. Liver Int 2007; 27(1): 145-8.
  72. Bhatti Z, Berenson CS. Adult systemic cat scratch disease associated with therapy for hepatitis C. BMC Infect Dis 2007; 7:8.
  73. Koehler JE, Glaser CA, Tappero JW. Rochalimaea henselae infection. A new zoonosis with the domestic cat as reservoir. JAMA 1994; 271(7): 531-5.
  74. Chomel BB, Abbott RC, Kasten RW, Floyd-Hawkins KA, Kass PH, Glaser CA, Pedersen NC, Koehler JE. Bartonella henselae prevalence in domestic cats in California: risk factors and association beween bacteremia and antibody titers. J Clin Microbiol 1995; 33(9): 2445-50.
  75. Moriarty RA, Margileth AM. Cat-scratch disease. Infect Dis Clin North Am 1987; 1(3): 575-90.
  76. Cunningham ET, Koehler JE. Ocular bartonellosis. Am J Ophthalmol 2000; 130(3): 340-9.
  77. Bhatti MT, Asif R, Bhatti LB. Macular star in neuroretinitis. Arch Neurol 2001; 58(6): 1008-9.
  78. Suhler EB, Lauer AK, Rosenbaum JJ. Prevalence of serologic evidence of cat scratch disease in patients with neuroretinitis. Ophthalmology 2000; 107(5): 871-6.
  79. Reed JB, Scales DK, Wong MT, Lattuada CP Jr, Dolan MJ, Schwab IR. Bartonella henselae neuroretinitis in cat scratch disease. Diagnosis, management, and sequelae. Ophthalmology 1998; 105(3): 459-66.
  80. Marra CM. Neurologic complications of Bartonella henselae infection. Curr Opin Neurol 1995; 8(3): 164-9.
  81. Selby G, Walker GL. Cerebral arteritis in cat-scratch disease. Neurology 1979; 29(10): 1413-8.
  82. Baylor P, Garoufi A, Karpathios T, Lutz J, Mogelof J, Moseley D. Transverse myelitis in 2 patients with Bartonella henselae infection (cat scratch disease). Clin Infect Dis 2007; 45(4): e42-5.
  83. Maman E, Bickels J, Ephros M, Paran D, Comaneshter D, Metzkor-Cotter E, Avidor B, Varon-Graidy M, Wientroub S, Giladi M. Musculoskeletal manifestations of cat scratch disease, Clin Infect Dis 2007; 45(12): 1535-40.
  84. Giladi M, Maman E, Paran D, Bickels J, Comaneshter D, Avidor B, Varon-Graidy M, Ephros M, Wientroub S. Cat-scratch disease-associated arthropathy. Arthritis Rheum 2005; 52(11): 3611-7.
  85. Ben-Ami R, Ephros M, Avidor B, Katchman E, Varon M, Leibowitz C, Comaneshter D, Giladi M. Cat-scratch disease in elderly patients. Clin Infect Dis 2005; 41(7): 969-74.
  86. Spach DH, Kaplan SL. Microbiology, epidemiology, clinical manifestations and diagnosis of cat scratch disease. UpToDate, 2008.
  87. Jensen WA, Fall MZ, Rooney J, Kordick DL, Breitschwerdt EB. Rapid identification and differentiation of Bartonella species using a single-step PCR assay. J Clin Microbiol 2000; 38(5): 1717-22.
  88. Ridder GJ, Boedeker CC, Technau-Ihling K, Grunow R, Sander A. Role of cat-scratch disease in lymphadenopathy in the head and neck. Clin Infect Dis 2002; 35(6): 643-9.
  89. Maman E, Bickels JS, Ephros M, Paran D, Comaneshter D, Metzkor-Cotter E, Avidor B, Varon-Graidy M, Wientroub S, Giladi M. Musculoskeletal manifestations of cat scratch disease. Clin Infect Dis 2007; 45(12): 1535-40.
  90. Gilaldi M, Maman E, Paran D, Bickels J, Comaneshter D, Avidor B, Varon-Graidy M, Ephros M, Wientroub S. Cat-scratch disease-associated arthropathy. Arthritis Rheum 2005; 52(11):3611-7.
  91. Ridder GJ, Boedeker CC, Technau-Ihling K. Cat-scratch disease: Otolaryngologic manifestations and management. Otolaryngol Head Neck  Surg 2005; 132(3):353-8.
  92. Tsujino K, Tsukahara M, Tsuneoka H, Ichihara K, Furuya T, Kawauchi S, Oga A, Sasaki K. Clinical implication of prolonged fever in children with cat scratch disease. J Infect Chemother 2004; 10(4):227-33.
  93. Methkor-Cotter E, Kletter Y, Avidor B, Varon M, Golan Y, Ephros M, Giladi M. Long-term serological analysis and clinical follow-up of patients with cat scratch disease. Clin Infect Dis 2003; 37(9):1149-54.
  94. Murakami K, Tsukahara M, Tsuneoka H, Iino H, Ishida C, Tsujino K, Umeda A, Furuya T, Kawauchi S, Sasaki K. Cat scratch disease: analysis of 130 seropositive cases. J Infect Chemother 2002; 8(4): 349-52.
  95. Eskow E, Rao RV, Mordechai E. Concurrent infection of the central nervous system by Borrelia burgdorferi and Bartonella henselae: evidence for a novel tick-borne disease complex. Arch Neurol 2001; 58(9):1357-63.
  96. Dietrich F, Schmidgen T, Maggi RG, Richter D, Matuschka FR, Vonthein R, Breitschwerdt EB, Kempf VAJ. Prevalence of Bartonella henselae and Borrelia   burgdorferi sensu lato DNA in ixodes ricinus ticks in Europe. Appl Environ Microbiol 2010; 76(5): 1395-8.
  97. Windsor JJ. Cat-scratch disease: epidemiology, aetiology and treatment. Br J Biomed Sci 2001; 58(2): 101-10.
  98. Guptill L. Bartonellosis. Vet Microbiol 2010; 140(3-4): 357-59.
  99. Cotell SL, Noskin GA. Bacillary angiomatosis. Clinical and histologic features, diagnosis, and treatment. Arch Intern Med 1994; 154(5): 524-8.
  100. Pulliainen AT, Dehio C. Bartonella henselae: subversion of vascular endothelial cell functions by translocated bacterial effector proteins. Int J     Biochem Cell Biol 2009; 41(3): 507-10.
  101. Schaller DJ. Bartonella Diagnosis and Treatment. Hope Academic Press, Tampa, Florida, 2008.
  102. Riess T, Andersson SG, Lupus A, Schaller M, Schäfer A, Kyme P, Martin J, Wälzlein JH, Ehehalt U, Lindroos H, Schirle M, Nordheim A, Autenrieth IB, Kempf VA Bartonella adhesin mediates a proangiogenic host cell response. J Exp Med 2004; 200(10): 1267-78.
  103. Dehio C, Meyer M, Berger J, Schwarz H, Lanz C. Interaction of Bartonella henselae with endothelial cells results in bacterial aggregation on the cell surface and the subsequent engulfment and internalisation of the bacterial aggregate by a unique structure, the invasome. J Cell Sci 1997; 100(Pt 18): 2141-54.
  104. Kempf VA, Lebiedziejwski M, Alitalo K, Wälzlein JH, Ehehalt U, Fiebig J, Huber S, Schütt B, Sander CA, Müller S, Grassl G, Yazdi AS, Brehm B, Autenrieth IB. Activation of hypoxia-inducible factor-1 in bacillary angiomatosis: evidence for a role of hypoxia-inducible factor-1 in bacterial infections. Circulation 2005; 111(8): 1054-62.
  105. Kirby JE. In vitro model of Bartonella henselae-induced angiogenesis. Infect Immun 2004; 72(12): 7315-7.
  106. Dehio C. Recent progress in understanding Bartonella-induced vascular proliferation. Curr Opin Microbiol 2003; 6(1): 61-5.
  107. Resto-Ruiz S, Burgess A, Anderson BE. The role of the host immune response in pathogenesis of Bartonella henselae. DNA Cell Biol 2003; 22(6):     431-40.
  108. Kempf VA, Volkmann B, Schaller M. Sander CA, Alitalo K, Riess T, Autenrieth IB. Evidence of a leading role for VEGF in Bartonella henselae-induced endothelial cell proliferations. Cell Microbiol 2001; 3(9): 623-32.
  109. Mernaugh G, Ihler GM. Deformation factor: an extracellular protein synthesized by Baronella bacilliformis that deforms erythrocyte membranes. Infect Immun 1992; 60(3): 937-43.
  110. Rolain JM, Amoux D, Parzy D, Sampol J, Raoult D. Experimental infection of human erythrocytes from alcoholic patients with Bartonella Quintana. Ann NY Acad Sci 2003; 990: 605-11.
  111. Rolain JM, Foucault C, Guieu R, La Scola B, Brouqui P, Raoult D. Bartonella Quintana in human erythrocytes. Lancet 2002; 360(9328): 226-8.
  112. Mursic VP, Wanner G, Reinhardt S, Wilske B, Busch U, Marget W. Formation and cultivation of Borrelia burgdorferi spheroplast-L-form variants. Infection 1996; 24(3): 218-26.
  113. Liu NY. Randomized trial of doxycycline vs. amoxicillin/probenecid for the treatment of Lyme arthritis: treatment of non responders with iv penicillin or ceftriaxone. Arthritis Rheum 1989; 32: 46.
  114. Kraiczy P, Skerka C, Kirschfink M, Zipfel PF, Brade V. Immune evasion of Borrelia burgdorferi: insufficient killing of the pathogens by complement and antibody. Int J Med Microbiol 2002; 291 Suppl 33: 141-146.
  115. Kraiczy P, Skerka C, Zipfel PF, Brade V. Complement regulator-acquiring surface proteins of Borrelia burgdorferi: a new protein family involved in complement resistance. Wien Klin Wochenschr 2002; 114(13-14): 568-573.
  116. Mursic VP, Wanner G, Reinhardt S, Wilske B, Busch U, Marget W. Formation and cultivation of Borrelia burgdorferi spheroplast-L-form variants. Infection 1996; 24(3): 218-26.
  117. Brorson O, Brorson SH. An in vitro study of the susceptibility of mobile and cystic forms of Borrelia burgdorferi to hydroxychloroquine. Int Microbiol 2002; 5(1): 25-31.
  118. Bass JW, Freitas BC, Freitas AD, Sisler CL, Chan DS, Vincent JM, Person DA, Claybaugh JR, Wittler RR, Weisse ME, Regnery RL, Slater LN. Prospective randomized double blind placebo-controlled evaluation of azithromycin for treatment of cat-scratch disease. Pediatr Infect Dis J 1998; 17(6): 447-52.
  119. Chia JK, Nakata MM, Lami JL, Park SS, Ding JC. Azithromycin for the treatment of cat-scratch disease. Clin Infect Dis 1998; 26(1): 193-4.
  120. Margileth AM. Antibiotic therapy for cat-scratch disease: clinical study of therapeutic outcome in 268 patients and a review of the literature. Pediatr Infect Dis J 1992; 11(6): 474-8.
  121. Bogue CW, Wise JD, Gray GF, Edwards KM. Antibiotic therapy for cat-scratch disease? JAMA 1989; 262(6): 813-6.
  122. Arisoy ES, Correa AG, Wagner ML, Kaplan SL. Hepatosplenic cat-scratch disease in children: selected clinical features and treatment. Clin Infect Dis 1999; 28(4): 778-84.
  123. Spach DH, Kanter AS, Dougherty M, Larson AM, Coyle MB, Brenner DJ, Swaminathan B, Matar GM, Welch DF, Root RK, et al. Bartonella (Rochalimaea) quintana bacteremia in inner-city patients with chronic alcoholism. N Engl J Med 1995; 332(7): 424-8.
  124. Foucault C, Raoult D, Brouqui P. Randomized open trial of gentamicin and doxycycline for eradication of Bartonella quintana from blood in patients with chronic bacteremia. Antimicrob Agents Chemother 2003; 47(7): 2204-7.
  125. Raoult D, Fournier PE, Vandenesch F, Outcome and treatment of Bartonella endocarditis. Outcome and treatment of Bartonella endocarditis. Arch Intern Med 2003; 163(2): 226-30.
  126. Rolain JM, Brouqui P, Koehler JE, Maguina C, Dolan MJ, Raoult D. Recommendations for treatment of human infections caused by Bartonella species. Antimicrob Agents Chemother 2004; 48(6): 1921-33.
  127. Foucault C, Brouqui P, Raoult D. Bartonella quintana characteristics and clinical management. Emerg Infect Dis 2006; 12(2): 217-23.
  128. Relman DA. Has trench fever returned? N Engl J Med 1995; 332(7): 463-4.
  129. Vinson JW. In vitro cultivation of the rickettsial agent of trench fever. Bull World Health Organ 1966; 35(2): 155-64.
  130. Rolain JM, Foucault C, Guieu R, La Scola B, Brouqui P, Raoult D. Bartonella quintana in human erythrocytes. Lancet 2002; 360(9328): 226-8.
  131. Stamm WE, Jones RB, Batteiger BE. Introduction to Chlamydial diseases. In: Principles and Practice of Infectious Diseases. 6th ed. Mandell, GL, Bennett, JE, Dolin, R, (Eds), Churchill Livingstone, Philadelphia, PA 2005, p. 2236.
  132. Jackson LA, Grayston JT. Chlamydia pneumoniae. In Principles and Practice of Infectious Diseases. Madell, GL, Bennett, JE, Dolin, R (Eds), 5th ed, Churchill Livingstone, Philadelphia 2000, p. 2007.
  133. Myhra W, Mordhorst CH, Wang SP, Grayston JT. Clinical features of Chlamydia pneumoniae, strain TWAR, infection in Denmark 1975-1987. In: Chlamydial Infections. Bowie, WR, Caldwell, HD, Jones, RP (Eds), 1980, p. 422.
  134. Bourke SJ, Lightfoot NF. Chlamydia pneumoniae: defining the clinical spectrum of infection requires precise laboratory diagnosis. Thorax 1995; 50 Suppl 1: S43-8.
  135. Tuuminen T, Palomäki P, Paavonen J. The use of serologic tests for the diagnosis of chlamydial infections. J Microbiol Methods 2000; 42(3): 265-79.
  136. Kumar S, Hammerschlag MR. Acute respiratory infection due to Chlamydia pneumoniae: current status of diagnostic methods. Clin Infect Dis 2007; 44(4): 568-76.
  137. Gaydos CA, Roblin PM, Hammerschlag MR,  Hyman CL, Eiden JJ, Schachter J, Quinn TC. Diagnostic utility of PCR-enzyme immunoassay, culture, and serology for detection of Chlamydia pneumoniae in symptomatic and asymptomatic patients. J Clin Microbiol 1994; 32(4): 903-5.
  138. Vergis EN, Indorf A, File TM Jr, Phillips J, Bates J, Tan J, Sarosi GA, Grayston JT, Summersgill J, YU VL. Azithromycin vs cefuroxime plus erythromycin for empirical treatment of community-acquired pneumonia in hospitalized patients: a prospective, randomized, multicenter trial. Arch Intern Med 2000; 160(9): 1294-300.
  139. Stamm WE. Chlamydia trachomatis infections: progress and problems. J Infect Dis 1999; 179 Suppl 2: S380-3.
  140. Centers for Disease Control and Prevention, Workowski KA, Berman SM. Sexually transmitted diseases treatment guidelines, 2006. MMWR Recomm Rep 2006; 55(RR-11): 1-94.
  141. Quinn TC, Welsh L, Lentz A, Crotchfelt K, Zenilman J, Newhall J, Gaydos C. Diagnosis by AMPLICOR PCR of Chlamydia trachomatis infection in urine samples from women and men attending sexually transmitted disease clinics. J Clin Microbiol 1996; 34(6): 1401-6.
  142. Chernesky MA, Lee H, Schachter, Burczak JD, Stamm WE, McCormack WM, Quinn TC. Diagnosis of Chlamydia trachomatis urethral infection in symptomatic and asymptomatic men by testing first-void urine in a ligase chainreaction assay. J Infect Dis 1994; 170(5): 1308-11.
  143. Cook RL, Hutchinson SL. Ostergaard L, Braithwaite RS, Ness RB. Systematic review: noninvasive testing for Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhea. Ann Intern Med 2005; 142(11): 914-25.
  144. Keat A. Extra-genital Chlamydia trachomatis infection as sexually-acquired reactive arthritis. J Infect 1992; 25 Suppl 1: 47-9.
  145. Mollaret HH. Fifteen centuries of Yersiniosis. Contrib Microbiol Immunol 1995; 13: 1-4.
  146. Ostroff S. Yersinia as an emerging infection: epidemiologic aspects of Yersiniosis. Contrib Microbiol Immunol 1995; 13: 5-10.
  147. Portnoy DA, Martinez RJ. Role of a plasmid in the pathogenicity of Yersinia species. Curr Top Microbiol Immunol 1985; 118: 29-51.
  148. Iriarte M, Sory MP, Boland A, Boyd AP, Mills SD, Lambermont I, Cornelis GR. TyeA, a protein involved in control of Yop release and in translocation of Yersinia Yop effectors. EMBO J 1998; 17(7): 1907-18.
  149. Sarker MR, Sory MP, Boyd AP, Iriarte M, Comelis GR. LcrG is required for efficient translocation of Yersinia Yop effector proteins into eukaryotic cells. Infect Immun 1998; 66(6): 2976-9.
  150. Boland A, Cornelis GR. Role of YopP in suppression of tumor necrosis factor alpha release by macrophages during Yersinia infection. Infect Immun 1998; 66(5): 1878-84.
  151. Tacket CO, Narain JP, Sattin R, Lofgren JP, Konigsberg C Jr, Rendtorff RC, Rausa A, Davis BR, Cohen ML. A multistate outbreak of infections caused by Yersinia enterocolitica transmitted by pasteurized milk. JAMA 1984; 251(4): 483-6.
  152. Ostroff SM, Kapperud G, Lassen J, Aasen S, Tauxe RV. Clinical features of sporadic Yersinia enterocolitica infections in Norway. J Infect Dis 1992; 166(4): 812-7.
  153. Tauxe RV, Vandepitte J, Wauters G, Martin SM, Goossens V, De Mol P, Van Noyen R, Thiers G. Yersinia enterocolitica infections and pork: the missing link. Lancet 1987; 1(8542): 1129-32.
  154. Tacket CO, Davis BR, Carter GP, Randolph JF, Cohen ML. Yersinia enterocolitica pharyngitis. Ann Intern Med 1983; 99(1): 40-2.
  155. Cover TL, Aber RC. Yersinia enterocolitica. N Enl J Med 1989; 321(1): 16-24.
  156. Black RE, Slome S. Yersinia enterocolitica. Inefct Dis Clin North Am 1988; 2(3): 625-41.
  157. Reed RP, Robins-Browne RM, Williams ML. Yersinia enterocolitica peritonitis. Clin Infect Dis 1997; 25(6): 1468-9.
  158. Blinkhorn RJ Jr, Marino JA. Lateral pharyngeal abscess due to Yersinia enterocolitica. Am J Med 1988; 85(6): 851-2.
  159. Krogstad P, Mendelman PM, Miller VL, Clausen C, Abbott S, Weagant S, Wilson CL, Lewis DB. Clinical and microbiologic characteristics of cutaneuous infection with Yersinia enterocolitica. J Infect Dis 1992; 165(4): 740-3.
  160. Crowe M, Ashford K, Ispahani P. Clinical features and antibiotic treatment of septic arthritis and osteomyelitis due to Yersinia enterocolitica. J Infect Microbiol 1996; 45(4): 302-9.
  161. Kellogg CM, Tarakji EA, Smith M, Brown PD. Bacteremia and suppurative lymphadenitis due to Yersinia enterocolitica in a neutropenic patient who prepared chitterlings. Clin Infect Dis 1995; 21(1): 236-7.
  162. van der Heijden IM, Res PC, Wilbrink B, Leow A, Breedveld FC, Heesemann J, Tak PP. Yersinia enterocolitica: a cause of chronic polyarthritis. Clin Infect Dis 1997; 25(4): 831-7.
  163. Granfors K, Jalkanen S, von Essen R, Lahesmaa-Rantala R, Isomäki O, Pekkola-Heino K, Merilahti-Palo R, Saario R, Isomäki H, Toivanen A. Yersinia antigens in synovial-fluid cells from patients with reactive arthritis. N Engl J Med 1989; 320(4): 216-21.
  164. Granfors K, Merilahti-Palo R, Luukkainen R, Möttönen T, Lahesmaa R, Probst P, Märker-Hermann E, Toivanen P. Persistence of Yersinia antigens in peripheral blood cells from patients with Yersinia enterocolitica O:3 infection with or without reactive arthritis. Arthritis Rheum 1998; 41(5): 855-62.
  165. Leirisalo-Repo M, Suoranta H. Ten-year follow-up study of patient with Yersinia arthritis. Arthritis Rheum 1988; 31(4): 533-7.
  166. Bottone EJ. Yersinia enterocolitica: the charisma continues. Clin Microbiol Rev 1997; 10(2): 257-76.
  167. Mäki-Ikola O, Heesemann J, Toivanen A, Granfors K. High frequency of Yersinia antibodies in healthy populations in Finland and Germany. Rheumatol Int 1997; 16(6): 227-9.
  168. Ostroff SM. Clinical features and diagnosis of Yersinia enterocolitica and Yersinia pseudotuberculosis infection. UpToDate, 2009.
  169. Lindblom A , Isa A, Norbeck O, Wolf S, Johansson B, Broliden K, Tolfvenstam T. Slow clearance of human parvovirus B19 viremia following acute infection. Clin Infect Dis 2005; 41(8): 1201-3.
  170. Lowry SM, Brent LH, Menaldino S, Kerr JR. A case of persistent parvovirus B19 infection with bilateral cartilaginous and ligamentous damage to the wrists. Clin Infect Dis 2005; 41(4):e42-4.
  171. Nikkari S, Roivainen A, Hannonen P, Möttönen T, Luukkainen R, Yli-Jama T, Toivanen P. Persistence of parvovirus B19 in synovial fluid and bone marrow. Ann Rheum Dis 1995; 54(7): 597-600.
  172. Kühl U, Pauschinger M, Seeberg B, Lassner D, Noutsias M, Poller W, Schultheiss HP. Viral persistence in the myocardium is associated with progressive cardiac dysfunction. Circulation 2005; 112(13): 1965-70.
  173. Tschöpe C, Bock CT, Kasner M, Noutsias M, Westermann D, Schwimmbeck PL, Pauschinger M, Poller WC, Kühl U, Kandolf R, Schultheiss HP.High prevalence of cardiac parvovirus B19 infection in patients with isolated left ventricular diastolic dysfunction. Circulation 2005; 111(7): 879-86.
  174. Donoso Mantke O, Nitsche A, Meyer R, Klingel K, Niedrig M. Analysing myocardial tissue from explanted hearts of heart transplant recipients and multi-organ donors for the presence of parvovirus B19 DNA. J Clin Virol 2004; 31(1): 32-9.
  175. Schenk T, Enders M, Pollak S, Hahn R, Huzly D. High prevalence of human parvovirus B19 DNA in myocardial autopsy samples from subjects without myocarditis or dilative cardiomyopathy. J Clin Microbiol 2009; 47(1): 106-10.
  176. Eskow E, Rao RV, Mordechai E. Concurrent infection of the central nervous system by Borrelia burgdorferi and Bartonella henselae: evidence for a novel tick-borne disease complex. Arch Neurol 2001; 58(9): 1357-63.
  177. Grab DJ, Nyarko E, Barat NC, Nikolskaia OV, Dumler JS. Anaplasma phagocytophilum-Borrelia burgdorferi coinfection enhances chemokine, cytokine, and matrix metalloprotease expression by human brain microvascular endothelial cells. Clin Vaccine Immunol 2007; 14(11): 1420-4.
  178. Mitchell PD, Reed KD, Hofkes JM. Immunoserologic evidence of coinfection with Borrelia burgdorferi, Babesia microti, and human granulocytic Ehrlichia species in residents of Wisconsin and Minnesota. J Clin Microbiol 1996; 34(3):724-7.
  179. Oleson CV, Sivalingam JJ, O’Neill BJ, Staas WE Jr. Transverse myelitis secondary to coexistent Lyme disease and babesiosis. J Spinal Cord Med 2003; 26(2): 168-71.
  180. Owen DC. Is Lyme disease always poly microbial?--The jigsaw hypothesis. Med Hypotheses 2006; 67(4): 860-4.
  181. Swanson SJ, Neitzel D, Reed KD, Belongia EA. Coinfections acquired from ixodes ticks. Clin Microbiol Rev 2006; 19(4): 708-27.
  182. homas V, Anguita J, Barthold SW, Fikrig E. Coinfection with Borrelia burgdorferi and the agent of human granulocytic ehrlichiosis alters murine immune responses, pathogen burden, and severity of Lyme arthritis. Infect Immun 2001; 69(5): 3359-71.
  183. Zeidner NS, Dolan MC, Massung R, Piesman J, Fish D. Coinfection with Borrelia burgdorferi and the agent of human granulocytic ehrlichiosis suppresses IL-2 and IFN gamma production and promotes an IL-4 response in C3H/HeJ mice. Parasite Immunol 2000; 22(11): 581-8.
  184. Wormser GP, Nadelman RB, Dattwyler RJ, Dennis DT, Shapiro ED, Steere AC, Rush TJ, Rahn DW, Coyle PK, Persing DH, Fish D, Luft BJ. Practice guidelines for the treatment of Lyme disease. The Infectious Diseases Society of America. Clin Infect Dis 2000; 31 Suppl 1: 1-14.
  185. Kristoferitsch W, Stanek G, Kunz C. [Double infection with early summer meningoencephalitis virus and Borrelia burgdorferi]. [Article in German]. Dtsch Med Wochenschr 1986; 111(22): 861-4.
  186. Hunfeld K-P. Granulocytic Ehrlichia, Babesia, and spotted fever Rickettsia. Not yet widely known tick-borne pathogens of considerable concern for humans at risk in Europe. Biotest Bulletin 2002; 6: 321-344.
  187. Cadavid D, O’Neill T, Schaefer H, Pachner AR. Localization of Borrelia burgdorferi in the nervous system and other organs in a nonhuman primate model of Lyme disease. Lab Invest 2000; 80(7): 1043-54.
  188. Wormser GP, Dattwyler RJ, Shapiro ED, Halperin JJ, Steere AC, Klempner MS, Krause PJ, Bakken JS, Strle F, Stanek G, Bockenstedt L, Fish D, Dumler JS, Nadelman RB. The clinical assessment, treatment, and prevention of lyme disease, human granulocytic anaplasmosis, and babesiosis: clinical practice guidelines by the Infectious Diseases Societey of America. Clin Infect Dis 2006; 43(9): 1089-134.
  189. Krause PJ, Telford SR 3rd, Spielman A, Sikand V, Ryan R, Christianson D, Burke G, Brassard P, Pollack R, Peck J, Persing DH. Concurrent Lyme disease and babesiosis. Evidence for increased severity and duration of illness. JAMA 1996; 275(21): 1657-60.
  190. Straubinger RK, Straubinger AF, Summers BA, Jacobson RH. Status of Borrelia burgdorferi infection after antibiotic treatment and the effects of corticosteroids: An experimental study. J Infect Dis 2000; 181(3) : 1069-81.
  191. Stricker RB. Counterpoint: long-term antibiotic therapy improves persistent symptoms associated with lyme disease. Clin Infect Dis 2007; 45(2): 149-57.
  192. Grab DJ, Nyarko E, Barat NC, Nikolskaia OV, Dumler JS. Anaplasma phagocytophilum-Borrelia burgdorferi coinfection enhances chemokine, cytokine, and matrix metalloprotease expression by human brain microvascular endothelial cells. Clin Vaccine Immunol 2007; 14(11): 1420-4.
  193. Levin ML, Fish D. Acquisition of coinfection and simultaneous transmission of Borrelia burgdorferi and Ehrlichia phagocytophila by Ixodes scapularis ticks. Infect Immun 2000; 68(4): 2183-6.
  194. Kocan AA, Levesque GC, Whitworth LC, Murphy GL, Ewing SA, Barker RW. Naturally occurring Ehrlichia chaffeensis infection in coyotes from Oklahoma. Emerg Infect Dis 2000; 6(5): 477-80.
  195. Goodman JL, Nelson C, Vitale B, Madigan JE, Dumler JS, Kurtti TJ, Munderloh UG. Direct cultivation of the causative agent of human granulocytic ehrlichiosis. N Engl J Med 1996; 334(4): 209-15.
  196. Meer-Scherrer L, Adelson M, Mordechai E, Lottaz B, Tilton R. Babesia microti infection in Europe. Curr Microbiol 1996; 48(6): 435-7.
  197. Mitchell PD, Reed KD, Hofkes JM. Immunoserologic evidence of coinfection with Borrelia burgdorferi, Babesia microti, and human granulocytic Ehrlichia species in residents of Wisconsin and Minnesota. J Clin Microbiol 1996; 34(3): 724-7.
  198. Oleson CV, Sivalingam JJ, O’Neill BJ, Staas WE Jr. Transverse myelitis secondary to coexistent Lyme disease and babesiosis. J Spinal Cord Med 2003; 26(2): 168-71.
  199. Shoemaker RC, Hudnell HK, House DE, Van Kempen A, Pakes GE, COL40155 Study Team. Atovaquone plus cholestyramine in patients coinfected with Babesia microti and Borrelia burgdorferi refractory to other treatment. Adv Ther 2006; 23(1): 1-11.
  200. Stolk-Engelaar V, Meis J, Mulder J, Loeffen F, Hoogkamp-Korstanje J. Activity of 24 antimicrobials against Yersinia enterocolitica. Contrib Microbiol Immunol 1995; 13: 172-4.
  201. Bottone EJ. Yersinia enterocolitica: the charisma continues. Clin Microbiol     Rev 1997; 10(2): 257-76.
  202. Pham JN, Bell SM, Hardy MJ, Martin L, Guiyoule A, Camiel E. Comparison of beta-lactamase production by Yersinia enterocolitica biotype 4, serotype O:3 isolated in eleven countries. Contrib Microbiol Immunol 1995; 13: 180-3.
  203. Frydén A, Bengtsson A, Foberg U, Svenungsson B, Castor B, Kärnell A, Schvarcz R, Lindblom B, Kihlström E. Early antibiotic treatment of reactive arthritis associated with enteric infections: clinical and serological study. BMJ 1990; 301(6764): 1299-302.
  204. Mansel JK, Rosenow EC 3rd, Smith TF, Martin JW Jr. Mycoplasma pneumoniae pneumonia. Chest 1989; 95(3): 639-46.
  205. Martin RE, Bates JH. Atypical pneumonia. Infect Dis Clin North Am 1991; 5(3): 585-601.
  206. Koskiniemi M. CNS manifestations associated with Mycoplasma pneumoniae infections: summary of cases at the University of Helsinki and review. Clin Infect Dis 1993; 17 Suppl 1: S52-7.
  207. Daxboeck F. Mycplasma pneumoniae central nervous system infections. Curr Opin Neurol 2006; 19(4): 374-8.
  208. Bitnun A, Ford-Jones E, Blaser S, Richardson S. Mycoplasma pneumoniae encephalitis. Semin Pediatr Infect Dis 2003; 14(2): 96-107.
  209. Smith R, Eviatar L. Neurologic manifestations of Mycoplasma pneumoniae infections: diverse spectrum of diseases. A report of six cases and review of the literature. Clin Pediatr (Phila) 2000; 39(4): 195-201.
  210. Tsiodras S, Kelesidis T, Kelesidis I, Voumbourakis K, Giamarellou H. Mycoplasma pneumoniae-associated myelitis: a comprehensive review. Eur J Neurol 2006; 13(2): 112-24.
  211. Chaudhry R, Nisar N, Malhotra P, Kumar A, Chauhan VS. Polymerase chain reaction confirmed Mycoplasma pneumoniae arthritis: a case report. Indian J Pathol Microbiol 2003; 46(3): 433-6.
  212. Vitullo BB, O’Regan S, de Chadarevian JP, Kaplan BS. Mycoplasma pneumonia associated with acute glomerulonephritis. Nephron 1978; 21(5): 284-8.
  213. Weinstein O, Shneck M, Levy J, Lifshitz T. Bilateral acute anterior uveitis as a presenting symptom of Mycoplasma pneumoniae infection. Can J Ophthalmol 2006; 41(5): 594-5.
  214. Yashar SS, Yashar B, Epstein E, Viani RM. Uveitis associated with Mycoplasma pneumoniae meningitis. Acta Ophthalmol Scand 2001; 79(1): 100-1.
  215. Ahvonen P, Sievers K, Aho K. Arthritis associated with Yersinia enterocolitica infection. Acta Rheumatol Scand 1969; 15(3): 232-53.
  216. Panush RS, Wallace DJ, Dorff RE, Engleman EP. Retraction of the suggestion to use the term “Reiter’s syndrome” sixty-five years later: the legacy of Reiter, a war criminal, should not be eponymic honor but rather condemnation. Arthritis Rheum 2007; 56(2): 693-4.
  217. Keynan Y, Rimar D. Reactive arthritis -- the appropriate name. Isr Med Assoc J 2008; 10(4): 256-8.
  218. Hannu T, Inman R, Granfors K, Leirisalo-Repo M. Reactive arthritis or post-infectious arthritis? Best Pract Res Clin Rheumatol 2006; 20(3): 419-33.
  219. Braun J, Kingsley G, van der Hejide D, Sieper J. On the difficulties of establishing a consensus on the definition of and diagnostic investigations for reactive arthritis. Results and discussion of a questionnaire prepared for the 4th International Workshop on Reactive Arthritis, Berlin, Germany, July 3-6, 1999. J Rheumatol 2000; 27(9): 2185-92.
  220. Leirisalo-Repo M. Reactive arthritis. Scand J Rheumatol 2005; 34(4): 251-9.
  221. Fendler C, Laitko S, Sörensen H, Gripenberg-Lerche C, Groh A, Uksila J, Granfors K, Braun J, Sieper J. Frequency of triggering bacteria in patients     with reactive arthritis and undifferentiated oligoarthritis and the relative importance of the tests used for diagnosis. Ann Rheum Dis 2001; 60(4): 337-43.
  222. Leirisalo-Repo M. Sieper J Reactive arthritis: epidemiology, clinical features and treatment in ankylosing spondylitis and the spondyloarthropathies. MH Weisman, D van der Heijde and JD Reveille, Editors, Mosby Elevier: Philadelphia, p.53-64, 2006.
  223. Yu DT. Reactive arthritis (formerly Reiter syndrome). UpToDate, 2008.
  224. Clegg DO, Reda DJ, Weisman MH, Cush JJ, Vasey FB, Schumacher HR Jr, Budiman-Mak E, Balestra DJ, Blackburn WD, Cannon GW, Inman RD, Alepa FP, Mejias E, Cohen MR, Makkena R, Mahowald ML, Higashida J, Silverman SL, Parhami N, Buxbaum J, Haakenson CM, Ward RH, Manaster BJ, Anderson RJ, Henderson WG, et al. Comparison of sulfasalazine and placebo in the treatment of reactive arthritis (Reiter’s syndrome). A Department of Veterans Affairs Cooperative Study. Arthritis Rheum 1996; 39(12): 2021-7.
  225. Flagg SD, Meador R, Hsia E, Kitumnuaypong T, Schumacher HR Jr. Decreased pain and synovial inflammation after etanercept     therapy in patients with reactive and undifferentiated arthritis: an open-label trial. Arthritis Rheum     2005; 53(4): 613-7.
  226. Kvien TK, Gaston JS, Bardin T, Butrimiene I, Dijkmans BA, Leirisalo-Repo M, Solakov P, Altwegg M, Mowinckel P, Plan PA, Vischer T; EULAR. Three month treatment of reactive arthritis with azithromycin: a EULAR double blind, placebo controlled study. Ann Rheum Dis 2004; 63(9): 1113-9.
  227. Yli-Kerttula T, Luukkainen R, Yli-Kerttula U, Möttönen T, Hakola M, Korpela M, Sanila M, Uksila J, Toivanen A. Effect of a three month course of ciprofloxacin on the late prognosis of reactive arthritis. Ann Rheum Dis 2003; 62(9): 880-4.
  228. Lauhio A, Leirisalo-Repo M, Lähdevirta J, Saikku P, Repo H. Double-blind, placebo-controlled study of three-month treatment with lymecycline in reactive arthritis, with special reference to Chlamydia arthritis. Arthritis Rheum 1991; 34(1): 6-14.
  229. Yli-Kerttula T, Luukkainen R, Yli-Kerttula U, Möttönen T, Hakola M, Korpela M, Sanila M, Parviainen J, Uksila J, Vainionpää R, Toivanen A. Effect of a three month course of ciprofloxacin on the outcome of reactive arthritis. Ann Rheum Dis 2000; 59(7): 565-70.
  230. Laasila N, Laasonen L, Leirisalo-Repo M. Antibiotic treatment and long term prognosis of reactive arthritis. Ann Rheum Dis 2003; 62(7): 655-8.
  231. Putschky N, Pott HG, Kuipers JG, Zeidler H, Hammer M, Wollenhaupt J. Comparing 10-day and 4-month doxycycline courses for treatment of Chlamydia trachomatis-reactive arthritis: a prospective, double-blind trial. Ann Rheum Dis, 2006; 65(11): 1521-4
  232. Fournier PE, Mainardi JL, Raoult D. Value of microimmunofluorescence for diagnosis and follow-up of Bartonella endocarditis. Clin Diagn Lab Immunol 2002; 9(4): 795-801.
  233. Kerkhoff FT, Rothova A. Bartonella henselae associated uveitis and HLA-B27. Br J Ophthalmol 2000; 84(10): 1125-9.
  234. Carter JD, Espinoza LR, Inman RD, Sneed KB, Ricca LR, Vasey FB, Valeriano J, Stanich JA, Oszust C, Gerard HC, Hudson AP. Combination antibiotics as a treatment for chronic Chlamydia-induced reactive arthritis: a double-blind, placebo-controlled, prospective trial. Arthritis Rheum 2010; 62(5): 1298-307.
  235. Gérard HC, Whittum-Hudson JA, Carter JD, Hudson AP. Molecular biology of infectious agents in chronic arthritis. Rheum Dis Clin North Am 2009; 35(1): 1-19.
  236. Carter JD, Gérard HC, Espinoza LR, Ricca LR, Valeriano J, Snelgrove J, Oszust C, Vasey FB, Hudson AP. Chlamydiae as etiologic agents in chronic undifferentiated spondylarthritis. Arthritis Rheum 2009; 60(5): 1311-6.
  237. Fainardi E, Castellazzi M, Tamborino C, Seraceni S, Tola MR, Granieri E, Contini C. Chlamydia pneumoniae-specific intrathecal oligoclonal antibody response is predominantly detected in a subset of multiple sclerosis patients with progressive forms. J Neurovirol 2009; 15(5-6): 425-33.
  238. Appelt DM, Roupas MR, Way DS, Bell MG, Albert EV, Hammond CJ, Balin BJ. Inhibition of apoptosis in neuronal cells infected with Chlamydophila (Chlamydia) pneumoniae. BMC Neurosci 2008; 9: 13.
  239. Contini C, Cultrera R, Seraceni S, Castellazzi M, Granieri E, Fainardi E. Cerebrospinal fluid molecular demonstration of Chlamydia pneumoniae DNA is associated to clinical and brain magnetic resonance imaging activity in a subset of patients with relapsing-remitting multiple sclerosis. Mult Scler 2004;     0(4): 360-9.
  240. Gerard HC, Wang Z, Whittum-Hudson JA, El-Gabalawy H, Goldbach-Mansky R, Bardin T, Schumacher HR, Hudson AP. Cytokine and chemokine mRNA produced in synovial tissue chronically infected with Chlamydia trachomatis and C. pneumoniae. J Rheumatol 2002; 29(9): 1827-35.
  241. De Backer J, Mak R, De Bacquer D, Van Renterghem L, Verbraekel E, Kornitzer M, De Backer G. Parameters of inflammation and infection in a community based case-control study of coronary heart disease. Atherosclerosis 2002; 160(2): 457-63.
  242. Appelbaum PC, Gillespie SH, Burley CJ, Tillotson GS. Antimicrobial selection for community-acquired lower respiratory tract infections in the 21st century: a review of gemifloxacin. Int J Antimicrob Agents 2004; 23(6): 533-46.
  243. Villareal C, Whittum-Hudson JA, Hudson AP. Persistent Chlamydiae and chronic arthritis. Arthritis Res 2002; 4(1): 5-9.
  244. Beutler AM, Hudson AP, Whittum-Hudson JA, Salameh WA, Gerard HC, Branigan PJ, Schumacher HR Jr. Chlamydia trachomatis Can Persist in Joint Tissue After Antibiotic Treatment in Chronic Reiter’s Syndrome / Reactive Arthritis. J Clin Rheumatol 1997; 3(3): 125-130.
  245. Leirisalo-Repo M. Are antibiotics of any use in reactive arthritis? APMIS 1993; 101(8): 575-81.
  246. Saebo A, Lassen J. Yersinia enterocolitica: an inducer of chronic inflammation. Int J Tissue React 1994; 16(2): 51-7.
  247. van der Heijden IM, Res PC, Wilbrink B, Leow A, Breedveld FC, Heesemann J, Tak PP. Yersinia enterocolitica: a cause of chronic polyarthritis. Clin Infect     Dis 1997; 25(4): 831-7.
  248. Braun J, Tuszewski M, Eggens U, Mertz A, Schauer-Petrowskaja C, Döring E, Laitko S, Distler A, Sieper J, Ehlers S. Nested polymerase chain reaction strategy simultaneously targeting DNA sequences of multiple bacterial species in inflammatory joint diseases. I. Screening of synovial samples of patients with spondyloarthropathies and other arthritides. J Rheumatol 1997; 24(6): 1092-100.
  249. Makhnev MV. [The nature, frequency, specificity and duration of the retention of changes in different parts of the gastrointestinal tract in yersiniosis]. [Article in Russian].Ter Arkh 1994; 66(11): 12-7.
  250. Saebo A, Nyland H, Lassen J. Yersinia enterocolitica infection--an unrecognized cause of acute and chronic neurological disease? A 10-year follow-up study on 458 hospitalized patients. Med Hypotheses 1993; 41(3): 282-6.
  251. Borg AA, Gray J, Dawes PT. Yersinia-related arthritis in the United Kingdom. A report of 12 cases and review of the literature. Q J Med 1992; 84(304): 575-82.
  252. Saebo A, Lassen J. Acute and chronic pancreatic disease associated with Yersinia enterocolitica infection: a Norwegian 10-year follow-up study of 458 hospitalized patients. J Intern Med 1992; 231 (5): 537-41.
  253. Saebo A, Lassen J. Acute and chronic gastrointestinal manifestations associated with Yersinia enterocolitica infection. A Norwegian 10-year follow-up study on 458 hospitalized patients. Ann Surg 1992; 215(3): 250-5.
  254. Lindholm H, Visakorpi R. Late complications after a Yersinia enterocolitica epidemic: a follow up study. Ann Rheum Dis 1991; 50(10): 694-6.
  255. Saebo A, Lassen J. A survey of acute and chronic disease associated with Yersinia enterocolitica infection. A Norwegian 10-year follow-up study on 458 hospitalized patients. Scand J Infect Dis 1991; 23(5): 517-27.
  256. Fordham JN, Maitra S. Post-yersinial arthritis in Cleveland, England. Ann Rheum Dis 1989; 48(2): 139-42.
  257. Saebo A, Vik E, Lange OJ, Matuszkiewicz L. Inflammatory bowel disease associated with Yersinia enterocolitica O:3 infection. Eur J Intern Med 2005; 16(3): 176-182.
  258. Hoogkamp-Korstanje JA, de Koning J, Heesemann J. Persistence of Yersinia enterocolitica in man. Infection 1988; 16(2): 81-5.
  259. Fusco C, Bonini E, Soncini G, Frattini D, Giovannini S, Della Giustina E. Transient basal ganglia and thalamic involvement following Mycoplasma pneumoniae infection associated with antiganglioside antibodies. J Child Neurol 2010; 25(8): 1029-33.
  260. Hsing J, Welgampola M, Kieman MC. Reversible myeloradiculopathy due to Mycoplasma pneumoniae. J Clin Neurosci 2007; 14(1): 61-4.
  261. Gorthi SP, Kapoor L, Chaudhry R, Sharma N, Perez-Perez GI, Panigrahi P, Behari M. Guillain-Barré syndrome: association with Campylobacter jejuni and Mycoplasma pneumoniae infections in India. Natl Med J India 2006; 19(3): 137-9.
  262. Manteau C, Liest JM, Caillon J, M‘Guyen S, Quere MP, Roze JC, Gras-Le Guen C. Acute severe spinal cord dysfunction in a child with meningitis: Streptococcus pneumoniae and Mycoplasma pneumoniae co-infection. Acta Paediatr 2005; 94(9): 1339-41.
  263. Tsiodras S, Kelesidis I, Kelesidis T, Stamboulis E, Gimarellou H. Central nervous system manifestations of Mycoplasma pneumoniae infections. J Infect 2005; 51(5): 343-54.
  264. Trad S, Ghosn J, Dormont D, Stankoff B, Bricaire F, Caumes E. Nuclear bilateral Bell’s palsy and ageusia associated with Mycoplasma pneumoniae pulmonary infection. J Med Microbiol 2005; 54(Pt4): 417-9.
  265. Timitilli A, Di Rocco M, Nattero G, Tacchella A, Giacchino R. Unusual manifestations of infections due to Mycoplasma pneumoniae in children. Infez Med 2004; 12(2): 113-7.
  266. Völter C, Helms J, Weissbrich B, Rieckmann P, Abele-Horn M. Frequent detection of Mycoplasma pneumoniae in Bell’s palsy. Eur Arch Otorhinolaryngol 2004; 261(7): 400-4.
  267. Ashtekar CS, Jaspan T, Thomas D, Weston V, Gayatri NA, Whitehouse WB. Acute bilateral thalamic necrosis in a child with Mycoplasma pneumoniae. Dev Med Child Neurol 2003; 45(9): 634-7.
  268. Pfausler B, Engelhardt K, Kampfl A, Spiss H, Tafemer E, Schmutzhard E. Post-infectious central and peripheral nervous system diseases complicating Mycoplasma pneumoniae infection. Report of three cases and review of the literature. Eur J Neurol 2002; 9(1): 93-6.
  269. Goebels N, Helmchen C, Abele-Horn M, Gasser T, Pfister HW. Extensive myelitis associated with Mycoplasma pneumoniae infection: magnetic resonance imaging and clinical long-term follow-up. J Neurol 2001; 248(3): 204-8.
  270. Socan M, Ravnik I, Bencina D, Dovc P, Zakotnik B, Jazbec J. Neurological symptoms in patients whose cerebrospinal fluid is culture- and/or polymerase chain reaction-positive for Mycoplasma pneumoniae. Clin Infect Dis 2001; 32(2): E31-5.
  271. Rabay-Chacar H, Rizkallah E, Hakimeh NI, Khoury L, Merhej MT. Neurological complications associated with Mycoplasma pneumoniae infection. A case report. J Med Liban 2000; 48(2): 108-11.
  272. Van Koningsveld R, Van Doom PA, Schmitz PI, Ang CW, Van der Meché FG. Mild forms of Guillain-Barré syndrome in an epidemiologic survey in The Netherlands. Neurology 2000; 54(3): 620-5.
  273. Dionisio D, Valassina M, Mata S, Rossetti R, Vivarelli A, Esperti FC, Benvenuti M, Catalani C, Uberti M. Encephalitis caused directly by Mycoplasma pneumoniae. Scand J Infect Dis 1999; 31(5): 506-9.
  274. Abele-Horn M, Franck W, Busch U, Nitschko H, Roos R, Heesemann J. Transverse myelitis associated with Mycoplasma pneumoniae infection. Clin Infect Dis 1998; 26(4): 909-12.
  275. Narita M, Matsuzono Y, Itakura O, Togashi T, Kikuta H. Survey of mycoplasmal bacteremia detected in children by polymerase chain reaction. Clin Infect Dis 1996; 23(3): 522-5.
  276. Thomas NH, Collins JE, Robb SA, Robinson RO. Mycoplasma pneumoniae infection and neurological disease. Arch Dis Child 1993; 69(5): 573-6.
  277. Francis DA, Brown A, Miller DH, Wiles CM, Bennett ED, Leigh N. MRI appearances of the CNS manifestations of Mycoplasma pneumoniae: a report of two cases. J Neurol 1988; 235(7): 441-3.
  278. Carstensen H, Nilsson KO. Neurological complications associated with Mycoplasma pneumoniae infection in children. Neuropediatrics 1987; 18(1): 57-8.
  279. MacFarlane PI, Miller V. Transverse myelitis associated with Mycoplasma pneumoniae infection. Arch Dis Child 1984; 59(1): 80-2.
  280. Foy HM, Nolan CM, Allan ID. Epidemiologic aspects of M. pneumoniae disease complications: a review. Yale J Biol Med 1983; 56(5-6): 469-73.
  281. Cotter FE, Bainbridge D, Newland AC. Neurological deficit associated with Mycoplasma pneumoniae reversed by plasma exchange. Br Med J (Clin Res Ed) 1983; 286(6358): 22.
  282. Maida E, Kristoferitsch W. Cerebrospinal fluid findings in mycoplasma pneumoniae infections with neurological complications. Acta Neurol Scand 1982; 65(5): 524-38.
  283. Bayer AS, Galpin JE, Theofilopoulos AN, Guze LB. Neurological disease associated with Mycoplasma pneumoniae pneumonitis: demonstration of viable Mycoplasma pneumoniae in cerebrospinal fluid and blood by radioisotopic and immunofluorescent tissue culture techniques. Ann Intern Med 1981; 94(1): 15-20.
  284. Nicholson G. Transverse myelitis complicating Mycoplasma pneumoniae infection. Postgrad Med J 1977; 53(616): 86-7.
  285. Mardh PA, Ursing B, Lind K. Persistent cerebellar symptoms after infection with Mycoplasma pneumoniae. Scand J Infect Dis 1975; 7(2): 157-60.
  286. Hely MA, Williamson PM, Terenty TR. Neurological complications of Mycoplasma pneumoniae infection. Clin Exp Neurol 1984; 20: 153-60.
  287. Koskiniemi M. CNS manifestations associated with Mycoplasma pneumoniae infections: summary of cases at the University of Helsinki and review. Clin Infect Dis 1993; 17 Suppl 1: S52-7.
  288. Assaad F, Gispen R, Kleemola M, Syrucek L, Esteves K. Neurological diseases associated with viral and Mycoplasma pneumoniae infections. Bull World Health Organ 1980; 58(2): 297-311.
  289. Lind K, Zoffmann H, Larsen SO, Jessen O. Mycoplasma pneumoniae infection associated with affection of the central nervous system. Acta Med Scnad 1979; 205(4): 325-32.
  290. Fink CG, Sillis M, Read SJ, Butler L, Pike M. Neurological disease associated with Mycoplasma pneumoniae infection. PCR evidence against a direct invasive mechanism. Clin Mol Pathol 1995; 48(1): M51-4.
  291. Di Maria A, Ruberto G, Redaelli C, Gualtieri G. Anterior uveitis associated with Mycoplasma pneumoniae pneumonia: a case report. Acta Ophthalmol Scand 1999; 77(3): 349-50.
  292. Said MH, Layani MP, Colon S, Faraji G, Gilastre C, Cochat P. Mycoplasma pneumoniae-associated nephritis in children. Pediatr Nephrol 1999; 13(1): 39-44.
  293. Schonwald S, Gunjaca M, Kolacny-Babic L, Car V, Gosev M. Comparison of azithromycin and erythromycin in the treatment of atypical pneumonias. J Antimocrob Chemother 1990; 25 Suppl A: 123-6.
  294. File TM Jr, Segreti J, Dunbar L, Player R, Kohler R, Williams RR, Kojak C, Rubin A. A mulicenter, randomized study comparing the efficacy and safety of intravenous and/or oral levofloxacin versus ceftriaxone and/or cefuroxime axetil in treatment of adults with community-acquired pneumonia. Antimicrob Agents Chemother 1997; 41(9): 1965-72.
  295. Miklossy J, Kasas S, Zum AD, McCall S, Yu S, McGeer PL. Persisting atypical and cystic forms of Borrelia burgdorferi and local inflammation in Lyme neuroborreliosis. J Neuroinflammation 2008; 5: 40.
  296. Almeida OP, Lautenschlager NT. Dementia associated with infectious diseases. Int Psychogeriatr 2005; 17 Suppl 1: S65-77.
  297. McDonald AB. Alzheimer’s disease Braak Stage progressions: reexamined and redefined as Borrelia infection transmission through neural circuits. Med Hypotheses 2007; 68(5): 1059-64.
  298. Fallon BA, Levin ES, Schweitzer PJ, Hardesty D. Inflammation and central nervous system Lyme disease. Neurobiol Dis 2010; 37(3): 534-41.
  299. Friedman CR, Neimann J, Wegener HC, Tauxe RV. Epidemiology of Campylobacter jejuni infections in the United States and other industrialized nations. In: Campylobacter, 2nd edition, Nachamkin, I, Blaser, MJ (eds), AM Soc Microbiol, Washington DC 2000, p. 121.
  300. Moran AP, Upton ME. Factors affecting production of coccoid forms by Campylobacter jejuni on solid media during incubation. J Appl Bacteriol 1987; 62(6): 527-37.
  301. Rollins DM, Colwell RR. Viable but nonculturable stage of Campylobacter jejuni and its role in survival in the natural aquatic environment. Appl Environ Microbiol 1986; 52(3): 531-8.
  302. Wassenaar TM, Blaser MJ. Pathophyiology of Campylobacter jejuni inefctions of humans. Microbes Infect 1999; 1(12): 1023-33.
  303. Whitehouse CA, Balbo PB, Pesci EC, Cottle DL, Mirabito PM, Pickett CL. Campylobacter jejuni cytolethal distending toxin causes a G2-phase cell cycle block. Infect Immun 1998; 66(5): 1934-40.
  304. Pickett CL, Pesci EC, Cottle DL, Russell G, Erdam AN, Zeytin H. Prevalence of cytolethal distending toxin production in Campylobacter jejuni and relatedness of Campylobacter sp. cdtB gene. Infect Immun 1996; 64(6): 2070-8.
  305. Skirrow MB, Blaser MJ. Campylobacter jejuni. In: Infections of the gastrointestinal tract, 2nd ed, Blaser, MJ, Smith, PD, Ravdin, JI, et al. (Eds), Lippincott Williams and Wilkens, Philadelphia 2002, p. 719.
  306. Hannu T, Kauppi M, Tuomala M, Laaksonen I, Klemets P, Kuusi M. Reactive arthritis following an outbreak of Campylobacter jejuni infection. J Rheumatol 2004; 31(3): 528-30.
  307. Garg AX, Pope JE, Thiessen-Philbrook H, Clark WF, Ouimet J, Walkerton Health Study Investigators. Arthritis risk after acute bacterial gastroenteritis. Rheumatology (Oxford) 2008; 47(2): 200-4.
  308. Townes JM, Deodhar AA, Laines ES, Smith K, Krug HE, Barkhuizen A, Thompson ME, Cieslak PR, Sobel J. Reactive arthritis following culture-confirmed infections with bacterial enteric pathogens in Minnesota and Oregon: a population-based study. Ann Rheum Dis 2008; 67(12): 1689-96.
  309. Shenker BJ, Besack D, McKay T, Pankoski L, Zekavat A, Demuth DR. Induction of cell cycle arrest in lymphocytes by Actinobacillus actinomycetemcomitans cytolethal distending toxin requires three subunits for maximum activity. J Immunol 2005; 174(4): 2228-34.
  310. Sorvillo FJ, Lieb LE, Waterman SH. Incidence of campylobacteriosis among patients with AIDS in Los Angeles County. J Acquir Immune Defic Syndr 1991; 4(6): 598-602.
  311. Melamed I, Bujanover Y, Igra YS, Schwartz D, Zakuth V, Spirer Z. Campylobacter enteritis in normal and immunodeficient children. Am J Dis Child 1983; 137(8): 752-3.
  312. Taylor DE, Chang N. In vitro susceptibilities of Campylobacter jejuni and Campylobacter coli to azithromycin and erythromycin. Animicrob Agents Chemother 1991; 35(9): 1917-8.
  313. Gaunt PD, Piddock LJ. Ciprofloxacin resistant Campylobacter spp. in humans: an epidemiological and laboratory study. J Antimicrob Chemother 1996; 37(4): 747-57.
  314. Lariviere LA, Gaudreau CL, Turgeon FF. Susceptibility of clinical isolates of Campylobacter jejuni to twenty-five antimicrobila agents. J Antimicrob Chemother 1986; 18(6): 681-5.
  315. Bonetti B, Monaco S, Ferrari S, Tezzon F, Rizzuto N. Demyelinating polyradiculoneuritis following Coxiella burnetti infection (Q fever). Ital J Neurol Sci 1991; 12(4): 415-7.
  316. Walid MS, Ajjan M, Ulm AJ. Subacute Transverse myelitis with Lyme profile dissociation. Ger Med Sci 2008; 6: Doc04.
  317. Bernit E, Pouget J, Janbon F, Dutronc H, Martinez P, Brouqui P, Raoult D. Neurological involvement in acute Q fever: a report of 29 cases and review of the literature. Arch Intern Med 2002; 162(6): 693-700.
  318. Shaked Y, Samra Y. Q fever meningoencephalitis associated with bilateral abducens nerve paralysis, bilateral optic neuritis and abnormal cerebrospinal fluid findings. Infection 1989; 17(6): 394-5.
  319. Brooks RG, Licitra CM, Peacock MG. Encephalitis caused by Coxiella burnetii. Ann Neurol 1986; 20(1): 91-3.
  320. Kofteridis DP, Mazokopakis EE, Tselentis Y, Gikas A. Neurological complications of acute Q fever infection. Eur J Epidemiol 2004; 19(11): 1051-4.
  321. Biswas S, Raoult D, Rolain J-M. Molecular Characterization of Resistance to Macrolides in Bartonella henselae. Anticibrobial Agents and Chemotherapy 2006; 3192-93.
  322. Kordick DL, Papich MG, Breitschwerdt EB. Efficacy of Enrofloxacin or Doxycycline for Treatment of Bartonella henselae or Bartonella clarridgeiae Infection in Cats. Anticibrobial Agents and Chemotherapy 1997; 2448-55.
  323. Rolain JM, Brouqui P, Koehler JE, Maguina C, Dolan MJ, Raoult D. Minireview. Recommendations for Treatment of Human Infections Caused by Bartonella Species. Anticibrobial Agents and Chemotherapy 2004; 1921-33.
  324. Musso D, Drancourt M, Raoult D. Lack of bactericidal effect of antibiotics except aminoglycosides on Bartonella (Rochalimaea) henselae. The British Society for Antimicrobial Chemotherapy 1995.
  325. Pendle S, Ginn A, Iredell J. Antibicrobial susceptibility of Bartonella henselae using Etest methodology. Anticibrobial Agents and Chemotherapy 2006; 761-63.
  326. Dörbecker C, Sander A, Oberle K, Schülin-Casonato T. In vitro susceptivility of Bartonella species in 17 antimicrobial compounds: comparison of Etest and agar dilution. Anticibrobial Agents and Chemotherapy 2006; 784-88.
  327. Biswas S, Maggi RC, Papich MG, Keil D, Breitschwerdt EB. Comparative Activity of Pradofloxacin, Enrofloxacin, and Azithromycin against Bartonella henselae Isolates Collected from Cats and a Human. Journal of Clinical Microbiology 2010; 617-18.
  328. Florin TA, Zaoutis TE, Zaoutis LB. Beyond Cat Scratch Disease: Widening Spectrum of Bartonella henselae Infektion. Pediatrics 2008; 121;e1413.
  329. Tsuneoka H, Yanagihara M, Nojima J, Ichihara K. Anitmicrobial susceptibility by Etest of Bartonella henselae isolated from cats and human in Japan. In Infect Chemother 2010; 16(6):446-8
  330. Conrad DA. Treatment of cat-scratch disease. Curr Opin Pediatr 2001; 13(1):56-9.
  331. Rolain JM, Maurin M, Raoult D. Bactericidal effect of antibiotics on Bartonella and Brucella spp.: clinical implications. J Antimicrob Chemother 2000; 46(5):811-4.
  332. Ives TJ, Marston EL, Regnery RL, Butts JD, Majerus TC. In vitro susceptibilities of Rickettsia and Bartonella spp. to 14-hydroxy-clarithromycin as determined by immunofluorescent antibody analysis of infected vero cell monolayers. J Antimicrob Chemother 2000; 45(3):305-10.
  333. Kordick DL, Papich MG, Breitschwerdt EB. Efficacy of enrofloxacin or doxycycline for treatment of Bartonella henselae or Bartonella clarridgeiae infection in cats. Antimicrob Agents Chemother 1997; 41(11):2448-55.
  334. Maurin M, Birtles R, Raoult D. Current knowledge of Bartonella species. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 1997; 16(7):487-506.
  335. Ives TJ, Manzewitsch P, Regnery RL, Butts JD, Kebede M. In vitro susceptibilities of Bartonella henselae, B. quintana, B. elizabethae, Rickettsia rickettsii, R. conorii, R. akari, and R. prowazekii to macrolide antibiotics as determined by immunofluorescent-antibody analysis of infected Vero cell monolayers. Antimicrob Agents Chemother 1997; 41(3):578-82.
  336. Musso D, Drancourt M, Raoult D. Lack of bactericidal effect of antibiotics except aminoglycosides on Bartonella (Rochalimaea) henselae. J Antimicrob Chemother 1995; 36(1):101-8.
  337. Sander A. Epidemiologie, Klinik und Diagnostik von Bartonella-Infektionen. Institut für Medizinische Mikrobiologie und Hygiene der Universität Freiburg. Antibiotika Monitor 5/03.
  338. Sobraqués M, Maurin M, Birtels RJ, Raoult D. In Vitro Susceptibilities of Four Bartonella bacilliformis Strains to 30 Antibiotic Compounds. Anticibrobial Agents and Chemotherapy 1999; 2090-92.
  339. von Baehr V. Die Labordiagnostik der Borrelieninfektion. umwelt-magazin-gesellschaft 2/2009; 22:119-124.
  340. Strauss B, Löschau M, Seidel T, Stallmach A, Thomas A. Are fatigue symptoms and chronic fatigue syndrome following Q fever infection related to psychosocial variables? J Psychosom Res 2012; 72(4):300-4.
  341. van der Hoek W, Schneeberger PM, Oomen T, Wegdam-Blans MC, Dijkstra F, Notermans DW, Bijlmer HA, Groeneveld K, Wijkmans CJ, Rietveld A, Kampschreur LM, van Duynhoven Y. Shifting priorities in the aftermath of a Q fever epidemic in 2007 to 2009 in The Netherlands: from acute to chronic infection. Euro Surveill 2012; 17(3):20059.
  342. Ledina D, Bradaric N, Miles I, Ivic I, Brncic N, Kuzmicic N. Chronic fatigue syndrome after Q fever. Med Sci Monit 2007; 13(7):CS88-92.
  343. Ayres JG, Flint N, Smith EG, Tunnicliffe WS, Fletcher TJ, Hammond K, Ward D, Marmion BP. Post-infection fatigue syndrome following Q fever. QJM 1998; 91(2):105-23.
  344. Brouqui P, Dupont HAT, Drancourt M, Berland Y, Etienne J, Leport C, Goldstein F, Massip P, Micoud M, Bertrand A, et al. Chronic Q fever. Ninety-two cases from France, including 27 cases without endocarditis. Arch Intern Med 1993; 153(5):642-8.
  345. Raoult D, Levy PY, Harlé JR, Etienne J, Massip P, Goldstein F, Micoud M, Beytout J, Gallais H, Remy G, et al. Chronic Q fever: diagnosis and follow-up. Ann N Y Acad Sci 1990; 590:51-60.
  346. Krauss H, Schmeer N, Schiefer HG. Epidemiology and significance of Q feber in the Federal Republic of Germany. Zentralbl Bakteriol Mikrobiol Hy A 1987; 267(1):41-50.
  347. Fenollar F, Fournier PE, Carrieri MP, Habib G, Messana T, Raoult D. Risks factors and prevention of Q fever endocarditis. Clin Infect Dis 2001; 33:312.
  348. Gikas A, Kofteridis DP, Manios A, Pediaditis J, Tselentis Y. Newer macrolides as empiric treatment for acute Q fever infection. Antimicrob Agents Chemother 2001; 45:3644.
  349. Limonard GJ, Peters JB, Nabuurs-Franssen MH, Weers-Pothoff G, Besselink R, Groot CA, Dekhuijzen PN, Vercoulen JH. Detailed analysis of health status of Q fever patients 1 year after the first Dutch outbreak: a case-control study. QJM 2010; 103(12):953-8.
  350. Wegdam-Blans et al., The Dutch Q fever Consensus Group, © 2011 The British Infection Association, published by Elsevier ltd.
  351. Lienhard R, Tritten ML, Siegrist HH, Gern L. First Case of Anaplasma phagocytophilum Seroconversion and Seroepidemiology in Northern Switzerland, 12th International Conference on Lyme Borreliosis and other tick-borne diseases, September 26-29, 2010, Ljubljana, Slovenia.
  352. Lommano E, Bertaiola L, Dupasquier C, Gern L. Prevalence of Rickettsia spp, Babesia spp and Anaplasma phagocytophilum in questing Ixodes ricinus ticks from different sites in Switzerland, 12th International Conference on Lyme Borreliosis and other tick-borne diseases, September 26-29, 2010, Ljubljana, Slovenia.
  353. Khanakah G, Leschnik M, Stanek G. Anaplasma, Borrelia, Coxiella, Rickettsia in ticks removed from dogs, 12th International Conference on Lyme Borreliosis and other tick-borne diseases, September 26-29, 2010, Ljubljana, Slovenia.
  354. Katargina O, Geller J, Vasilenko V, Golovljova I. Detection and Characterization of Babesia in Estonia, 12th International Conference on Lyme Borreliosis and other tick-borne diseases, September 26-29, 2010, Ljubljana, Slovenia.
  355. Breitschwerdt EB, Sontakke S, Hopkins S, Neurological manifestations of  Bartonellosis in immunocompetent patients: A composite of reports from 2005-2012, Ashdin Publishing, Journal of Neuroparasitology Vol 3 (2012), Article ID 235640, 15 pages, doi:10.4303/jnp/235640.
  356. Publigheddu M, Giagheddu A, Genugu F, Giagheddu M, Marruso F, Epilepsia partialis continua in cat scratch disease, Seizure 2004; 13:191-195, doi:10.1016/S1059-1311(03)00159-6.
  357. Cotté V, Bonnet S, Le Rhun D, Le Naour E, Chauvin A, Boulouis HJ, Lecuelle B, Lilin T, Vayssier-Taussat M, Transmission of Bartonella henselae by Ixodes ricinus, Emerg Infect Dis 2008; 14(7):1074-80.
  358. Terford SR 3rd, Wormser GP, Bartonella spp. transmission by ticks not established, Emerg Infect Dis 2010; 16(3):379-84.
  359. Krause PJ, Spielman A, Telford SR 3rd, Sikand VK, McKay K, Christianson D, Pollack RJ, Brassard P, Magera J, Ryan R, Persing DH. Persistent parasitemia after acute babesiosis. N Engl J Med 1998; 339(3):160-5.
  360. Hatcher JC, Greenberg PD, Antique J, Jimenez-Lucho VE. Severe babesiosis in Long Island: review of 34 cases and their complications. Clin Infect Dis 2001; 32(8):1117-25.
  361. Hunfeld KP, Lambert A, Kampen H, Albert S, Epe C, Brade V, Tenter AM. Seroprevalence of Babesia infections in humans exposed to ticks in midwestern Germany. J Clin Microbiol 2002; 40(7):2431-6.
  362. Oleson CV, Sivalingam JJ, O’Neill BJ, Staas WE Jr. Transverse myelitis secondary to coexistent Lyme disease and babesiosis. J Spinal Cord Med 2003; 26(2):168-71.^
  363. Hildebrandt A, Hunfeld KP, Baier M, Krumbholz A, Sachse S, Lorenzen T, Kiehntopf M, Fricke HJ, Straube E. First confirmed autochthonous case of human Babesia microti infection in Europe. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2007; 26(8):595-601.
  364. Hunfeld KP, Hildebrandt A, Gray JS. Babesiosis: recent insights into an ancient disease. Int J Parasitol 2008; 38(11):1219-37.
  365. Ohmori S, Kawai A, Takada N, Saito-Ito A. Development of real-time PCR assay for differential detection and quantification for multiple Babesia microti-genotypes. Parasitol Int 2011; 60(4):403-9.
  366. Krause PJ. Babesiosis diagnosis and treatment. Vector Borne Zoonotic Dis 2003; 3(1):45-51.
  367. Häselbarth K, Tenter AM, Brade V, Krieger G, Hunfeld KP. First case of human babesiosis in Germany – Clinical presentation and molecular characterisation of the pathogen. Int J Med Microbiol 2007; 297(3):197-204.
  368. Wormser GP, Prasad A, Neuhaus E, Joshi S, Nowakowski J, Nelson J, Mittleman A, Aquero-Rosenfeld M, Topal J, Krause PJ. Emmergence of resistance to azithromycin-atovaquone in immunocompromised patients with Babesia microti infection. Clin Infect Dis 2010; 50(3):381-6.
  369. Hunfeld KP, Allwin R, Peters S, Kraiczy P, Brade V. Serologic evidence for tick-borne pathogens other than Borrelia burgdorferi (TOBB) in Lyme borreliosis patients from Midwesten Germany. Wien Klin Wochenschr 1998; 110/24:901-8.
  370. Harvey RA, Misselbeck WJ, Uphold RE. Cat-scratch disease: an unusual cause of combative Behavior. Am J Emerg Med. 1991; 9(1):52-3.
  371. Wheeler SW, Wolf SM, Steinberg EA. Cat-Scratch encephalopathy. Neurology 1997; 49(3):876-8.
  372. Seah AB, Azran MS, Rucker JC, Biousse V, Martin DF, Newman NJ. Magnetic resonance imaging abnormalties in cat-scratch diease encephalopathy. J Neuroophtalmol 2003; 23(1):16-21.
  373. Gerber JE, Johnson JE, Scott MA, Madhusudhan KT. Fatal meningitis and encephalitis due to Bartonella henselae bacteria. J Forensic Sci. 2002; 47(3):640-4.
  374. Hmaimess G, Kadhim H, Saint Matin C, Abu Serieh B, Mousny M, Sébire G. Cat scratch disease presenting as meningomyeloradiculopathy. Arch Dis Child. 2004; 89(7):691-2.
  375. Florin TA, Zaoutis TE, Zaoutis LB. Beyond cat scratch disease: widening spectrum of Bartonella henselae infection. Pediatrics. 2008; 121(5):e1413-25.
  376. Dreses-Werringloer U, Padubrin I, Zeidler H, Köhler L. Effects of Azithromycin and Rifampicin on Chlamydia trachomatis Infection In Vitro. Antimicrobial Agents and Chemotherapy 2001; 45(11):3001-3008.
  377. Freidank HM, Losch P, Vögele H, Wiedman-Al-Ahmad M. In Vitro Susceptibilities of Chlamydia pneumoniae Isolates from German Patients and Synergistic Activity of Antibiotic Combination. Antimicrobial Agents and Chemotherapy 1999; 43(7):1808-1801.